分子成像与肿瘤转移

◎Yufang Hu，Mai Johnson，Frederic Pouliot，Lily Wu

过去10年，随着现代基因组和蛋白组技术的进步，对于肿瘤发生发展的分子和细胞学机制的认知进展空前。对于临床医生和科研人员来说，一种严谨的方法将使他们能够获取前沿的信息，并用于应对肿瘤治疗中的严峻挑战。其中重要部分就是如何最好地获取患者肿瘤相关的分子和生理学信息。分子成像技术正是对满足以上要求的特别有用的技术，它能够以无创而纵深的方式，在活体中显现关键分子信号通路。肿瘤转移，往往在癌症晚期表现出来(虽然今天的大多数研究支持转移是肿瘤的早期事件，而非过去认知的那样)，是实体瘤患者的主要致死原因。预防和控制转移被认为是临床肿瘤学最重要的挑战之一。

由于肿瘤播散病变的位置和数量是随时间而改变的，全身分子成像是用于评估复杂肿瘤转移过程的理想方法。常用的可重复和无创成像方法包括PET、CT、单光子发射计算机断层扫描技术(SPECT)、MRI和生物发光成像(BLI)。

每种成像技术用于分子成像都有其优势和局限性。由于组织的吸收和低能量光子的发散，使用生物发光和荧光的光学成像方法更适用于小动物的活体成像。

PET和SPECT可使用正电子和γ线的放射性示踪剂，也广泛应用于分子成像技术，包括新型的放射性分子示踪剂。PET扫描仪使用一种能捕捉在正电子湮灭过程中发散出的两个直接相对高能量γ线探测环，通过计算机处理这两个同时产生的信号来重建三维图像。SPECT基本的探测原理是通过γ线同位素形成二维图像，并环绕探测物，最终构建断层图像。由于PET能获得更多的信号，所以图像的分辨率和探测水平优于SPECT。例如，在临床肿瘤学研究中，FDG-PET使用的放射性探针18F-FDG只需1fmol/L就足以进行肿瘤检测［1］。CT和MRI可以提供特别优良的解剖信息，但其显示分子信号的能力很有限。

由于没有哪种单一技术的显像能力能够满足所有需要，故出现了PET-CT和PET-MRI的联合技术，促进可视信号精确度的提高。考虑到每种成像模式特有的应用范围、局限性和物理成像方式，相关的成像技术平台及其应用已经超出了本章的讨论范围。建议感兴趣的读者去阅读近期的综述［2，3］。

在过去的20年间，分子成像技术在临床肿瘤学中的应用取得了显著的进步，如CT、MRI、PET、SPECT等已成为现代肿瘤治疗的支柱。然而，依靠分子成像技术对肿瘤转移进行实时监测仍然是一项挑战，因为存在多种不利因素，包括设备分辨率和敏感度的局限性，以及缺乏合适的分辨转移灶成像标记。本章主要讨论正在进行的各项致力于推动分子成像在肿瘤转移中应用的研究，主要关注光学和PET的显像策略。根据示踪技术分成4个部分:①报告基因成像;②纳米粒子示踪剂;③依据抗体的方法;④小分子成像示踪剂。

8.4.1 临床前模型中使用报告基因的成像方法

报告基因已经被广泛应用于研究肿瘤转移的分子成像领域。表8-5列出了经常使用的成像报告基因，以及每种基因的底物或示踪剂及应用方法。这些基因包括生物发光报告基因FL、renilla荧光素酶(RL)、GFP、红色荧光蛋白(RFP)，以及近红外荧光蛋白(IFP)、PET的报告基因HSV1-脱氧胸腺嘧啶激酶(HSV1-tk)、Na/I同向转运体(NIS)、SPECT成像使用的生长抑素受体SSTr2。对MRI报告基因的研究近期也已开始。多数报告基因是通过病毒基因转移载体标记肿瘤细胞。由于安全性和与病毒载体相关的免疫原性等原因，报告基因成像主要限于在动物模型上进行的临床前研究。

表8-5 在肿瘤研究中常用的成像报告基因

注: 上表列出了适于特定报告基因的成像模式、探针和(或)基质及其应用。一般来说，光学成像方法更适合用于细胞和小动物成像，而核素显像可用于临床前和临床情况。

在过去的10年间，用于肿瘤研究的分子成像技术已进入迅猛发展时期。在本章我们重点描述与肿瘤转移研究相关的报告基因应用的3个策略:①应用被报告基因稳定标记的肿瘤细胞来追踪活体内肿瘤的进展和播散;②使用荧光素酶蛋白与报告基因成像系统互补来获取关键细胞信号;③在临床前模型中，利用报告基因病毒载体转录子的靶向表达来探测肿瘤转移。对分子成像报告基因学感兴趣的读者，建议查阅近期出版的相关书籍［4］。

(1) 成像报告基因标记的肿瘤细胞

目前，在活动物体内研究肿瘤转移过程广泛采用的方法是使用FL或GFP等光学报告基因稳定标记的肿瘤细胞。该法能够实时地、无创、可重复地检测原发瘤及其播散病灶。以荧光素酶为基础的BLI其低背景活性和易用性是这种方法的关键优势。然而，由于光被组织吸收和散射，BLI是半定量的，并且不允许信号的三维定位。为了克服这些固有的局限性，我们和其他研究者使用活体外的离体器官成像来处理播散肿瘤细胞发出的信号，以提供更好的定位和定量信息(图8-13B)。此外，在我们的实验中发现，与常规的组织学检查相同，离体器官生物发光信号的强度与肿瘤转移灶的体积有良好的相关性。BLI的主要优点是能够对转移灶的大小提供迅速的计算测定，相对于完全的组织分析法而言，可有效节省大量的时间和精力。

图8-13 生物发光成像(BLI)对于肿瘤转移监测的优势和局限性

注: (A)使用BLI评估两个纵向排列的前列腺癌移植瘤模型(LAPC-4和-9)随时间推移的转移潜能。荧光素酶报告基因的易用性和低背景有明显的优势。(B)BLI提供一个二维半定量信号，在转移的情况下进行定位是困难的。收获的离体器官影像可以帮助分析肿瘤扩散的程度及定位。(C)在淋巴结转移的检测中，离体器官生物发光信号的强度与转移灶的体积有良好的相关性(这些结果改编自参考文献［136］)。

如前所述，每种报告基因都有自己的优势与局限性。基于报告基因的PET成像，在获得定量三维定位信号方面优于光学成像。如图8-14A所示，前列腺肿瘤发出的PET信号能够区别于来自附近膀胱的信号。单一成像模式不足以获取满意的转移灶检测，促使研究者采用联合不同报告基因成像的方法获取互补的成像结果。

已有3种策略可以成功地在一个基因表达单位里把两个或更多的报告基因连接起来。第一，也是最常用的方法是双顺反子法，包括两个基因间的内核糖体进入位点(IRES)序列合并。在单启动子的控制下，两个基因被转录成为单m RNA，却在IRES序列引导下翻译成为两种蛋白［5］。第二，双向法，利用中央定位的增强子元件来操控两个基因在相反方向的表达。例如，中央定位的四环素敏感调控元件，可以直接导致HSK1-tk和多巴胺受体D2R基因的联合表达。第三，依赖于制备一种有效的融合蛋白，该蛋白由亲代成像报告蛋白的保留功能区组成。第一个成功的例子就是结合HSV1-tk和GFP的PET/荧光能力融合基因。此概念的进一步拓展，导致制备了一系列三重融合报告基因，它们能够同时使用生物发光、荧光和PET3种成像功能，例如fl-mrpf-ttk结构［8］。通过小鼠全身性注射被三重融合基因标记的B16鼠黑色素瘤细胞，已建立了一种实验性黑色素瘤转移灶模型。转移病灶能够通过micro PET和BLI同时观察到。设计这些三重融合蛋白，可以跨越大尺度范围，即从荧光显微镜下体外单细胞的测量到体内生物发光和PET成像下活体动物的多细胞检测，并进行生物事件研究。因此，三重融合蛋白的应用承载了肿瘤转移研究的巨大希望。但是，对于这种大型多区域人造蛋白稳定性的担忧仍未解决，这可能会阻碍这一强效理念的长期应用。

图8-14 HSV-tk PET报告基因的优势和局限性

注: (A)HSV-TK标记的前列腺癌可以通过其特定的示踪剂18F-FHBG成像，用白箭头表示。这种前列腺肿瘤PET信号在荧光素酶(对照组)标记的肿瘤中缺乏。由于排出的示踪剂在膀胱内累积，定量立体定位的PET信号使膀胱信号(黄色箭头)明确分离。该示踪剂非特异性摄取在Gl轨道被观察到。(B)以多模式三重融合基因fl-mrfp-ttk标记肿瘤，编码连接到单体RFP和截断HSV-tk组件的萤火虫荧光素酶，使动物B16黑色素瘤的转移在PET和BLI模式均可视。

(2) 荧光素酶蛋白的互补成像系统

肿瘤成功转移需要肿瘤细胞对于周围环境刺激的感知与反应，肿瘤细胞将会集合外部刺激和传送内部信号来完成特殊的细胞功能。分子成像技术使得肿瘤细胞内复杂的信号转导程序得以显现，有助于解释转移级联中关键的调节机制。Paulmurugan等最先报道了应用带FL的“裂解蛋白”策略来对关键蛋白间相互作用的信号通路进行成像。这种方法的灵感来自早期蛋白片段互补检测的研究。该研究将酶裂解成两个片段，使其失去功能。相反，整合两个片段就能恢复酶的活性［10，11］。裂解荧光蛋白策略显像蛋白间的相互作用在图8-15进行说明。一些研究团体用FL和RL进一步证实了这一方法的可行性［12、13］。在此仅列举两个代表性例子，即应用裂解荧光蛋白策略来显像肿瘤转移的关键信号通路功能状态。

图8-15 体内通路激活的荧光素酶互补成像

注: (A)裂解荧光蛋白策略的概念。N-末端和C-末端的荧光素酶蛋白片段可以连接到一对相互作用的蛋白质(X，Y)，X蛋白和Y蛋白相互咬合，导致N、C-荧光素酶片段重组为完整荧光素酶生物的发光活性。(B)应用这种裂解荧光素酶成像策略研究CXCR4及其相互作用的β-抑制蛋白(β-arrestin)。通过趋化因子配体CXCL12的激活，信号级联可启动配对的荧光互补系统，导致产生生物发光信号。(C)携带适当配置CXCR4-Nluc和β-抑制蛋白2-Cluc的细胞可激活生物发光的趋化因子。据推测，是在蛋白间相互作用的干扰下连接Cluc片段到β-抑制蛋白的N-末端(图授权改编自参考文献［10］［19］)。

趋化因子属于一类小型的分泌蛋白家族，被认为是调节免疫细胞运输和从骨髓中动员造血细胞的关键环境因素［14］。趋化因子受体CXCR4属于七跨膜G蛋白偶联受体家族，介导细胞骨架重排和被同源配体CXCL12或SDF-1激活的细胞迁移［15］。CXCR4信号的正常生理功能往往被肿瘤细胞增补。在乳腺癌的研究中，发现证据明显支持CXCL12-CXCR4信号促进肿瘤转移［16］，但这一信号也与其他恶性肿瘤相关。在一项研究中，乳腺癌患者骨转移病灶中有67%可检测到CXCR4的表达，且CXCR4表达与无瘤生存期的缩短和复发风险的增加有关［17，18］。

Luker等［19］应用裂解荧光互补的方法发展BLI系统，可激活CXCR4信号轴。CXCL12结合到CXCR4上可导致细胞内受体的羧基端被蛋白激酶C和G蛋白偶联受体激酶(GRKs)磷酸化，反过来将细胞溶质架蛋白β-抑制蛋白2招募到受体上［20］。如图8-15B所示，在激活CXCL12的上游，两个融合报告蛋白结构CXCR4-N-luc和β-抑制蛋白2-Cluc并列，导致生物发光活性的改变。在两个正确结构的细胞内可观察到7倍的生物发光信号(图8-15C)。正如CXCR4协同进入肿瘤细胞一样，这种协同为在整个转移过程中趋化因子信号轴的功能活性提供了实时监控的途径。作为众多革新性荧光互补系统的一项，该方法已经发展用于辨别关键的生长调节通路。感兴趣的读者，可以在近期的综述中更广泛地了解该课题［4，21］。

(3) 应用组织和肿瘤特异性启动子进行转录靶向成像

转录靶向或以基因表达为基础的成像，已经作为方便而灵活的方法用于研究动物体内肿瘤进展的信号通路［4］。在转录靶向成像中，将一个通路或细胞特异性启动子置于成像报告基因的上游来控制其表达，该序列通过转基因方法或通过病毒基因传递进入活体动物的肿瘤细胞内。转录靶向成像已经在一些特定的通路，如TGF-β、p53、HIF-1α、NF-κB［4］及一些组织和肿瘤特异性启动子中成功展示。然而，相对于构成性病毒启动子，特异性启动子的转录效能往往很弱，会导致无效表达和成像能力受限。因此，我们研究小组已经开发出一种扩增的方法，称为两步转录激活(TSTA)系统。该系统可以活化一种触发成像报告基因的强力转录激活因子。TSTA系统的功能由前列腺靶向腺病毒进行图示。图8-16 展示了前列腺特异性重组腺病毒Ad TSTA-tk的基因组构成。在这种病毒中，我们修改前列腺特异性抗原(PSA)启动子来调控合成的Gal4-VP16转录激活因子的表达。该转录激活因子由强力的VP16超激活区融合Ga14-DNA结合区(Ga14-DBD)组成，Ga14的效应元件被置于启动因子的上游来调控成像报告基因的表达。当然，Ga14-VP16蛋白能强烈地激活成像报告基因的表达，如HSV1-tk或FL基因［23］。在前列腺癌的细胞株中，Ad TSTA-tk的基因表达效能和巨细胞病毒(CMV)启动因子控制的载体(Ad CMV-tk) 相当(图8-16B)。一个显著的区别是Ad TSTA-tk的前列腺特异性能够使PET报告基因HSV-tk在前列腺肿瘤细胞中表达，而该基因在如肝等非前列腺组织中是不能表达的，但要排除不慎将基因传递到这些组织中的情况(图8-16C)。

图8-16 扩增的前列腺特异性HSV-tk成像载体

注: (A)Ad转染TSTA系统。增强的前列腺特异性PSA启动子驱动强力合成激活因子的表达，后者由疱疹BP16激活区(aa413-454)融合到Gal4-DNA绑定区组成。Gal4-VP2激活因子结合到Gal4结合位点，激活HSV-tk基因的表达。这两个组分插入Ad5载体的E1基因组区。(B)TSTA驱动的HSV1-tk表达的数量与强效构型CMV启动子相当。LNCaP和LAPC-4前列腺癌细胞由加大剂量的强效构型Ad CMV-tk或前列腺特异性AdTSTA-tk转染，MOi为0.2、1和5(三角形)。采用蛋白印迹法(Western blotting)测定的HSV1-tk蛋白表达水平，在这两个载体中是相等的。(C)前列腺限制性Ad TSTA-tk为癌症基因治疗提供了安全保证。顶部是PET偶联基因治疗的示意图。AdCMV-tk和AdTSTA-tk(1×109感染单位)均进行瘤内注射，并导致可视的肿瘤信号。由于载体从肿瘤全身性泄露，两种载体均分布到肝，但只表达HSV-tk，因此只有AdCMV-tk注射的动物可以在肝观察到强烈的PET信号。在自杀性前体药物更昔洛韦(GCV)治疗后，两种载体都获得了肿瘤杀伤效果。除一小块位于肿瘤边缘的活性区域(蓝色H＆E染色)外，几乎占据整个肿瘤的阳性凋亡染色(TUNEL)。肝细胞凋亡(TUNEL)仅在CMV处理的肝中发现，TSTA组未见。

原则上，TSTA方法可以用于扩增任何通路、细胞或肿瘤特异性启动子。这种方法已经被我们和其他团队广泛应用，并已证实该方法的确能够有效地激活各种肿瘤和组织特异性启动子，如存活蛋白(survivin)、黏蛋白1、VEGF和心脏特异性启动子［4，24，25］。通过使用扩增的TSTA介导的成像方法，我们能够在载体肿瘤直接传递后，应用microPET-CT或BLI显像内源性前列腺和前列腺肿瘤［12，23，26，27］。此外，由于Ad TSTA载体的细胞限制表达，载体的全身定向传入能够成功地检测乳腺癌和前列腺癌小鼠肺、淋巴结、腹膜上的转移性病灶(图8-17)。近期的一些报道已经证实，在肝癌和前列腺癌患者中，使用腺病毒载体传递诸如HSV-tk和NIS报告基因进行特异性信号成像的可行性［28，29］。因此，预计在不久的将来转录靶向报告基因成像技术将会广泛应用于临床肿瘤学。

图8-17 应用TSTA进行癌转移成像

注: (A)前列腺特异性基于PSA启动子的Ad TSTA-萤火虫荧光素酶(fl)载体可用于前列腺癌的肺转移检测。前列腺肿瘤(LAPC9)原位移植后21天，静脉注入108感染单位的Ad TSTA-fl，3天后对小鼠进行FL表达成像。(B)Ad TSTA-fl被用来检测前列腺癌的小淋巴结转移灶。将Ad TSTA-fl注入携带有原位移植人前列腺肿瘤的动物双侧后爪，其具有典型的淋巴结转移能力(LAPC9/VEGF-C;左侧)。获取骨盆淋巴结后进行体外成像表明，正如信号强度标示的那样，最大体积的转移灶位于主动脉旁淋巴结。组织学(H＆E)显示了主动脉旁淋巴结被膜下的微小转移灶(正方形标记)。在这个淋巴结转移中检测到的细胞数量估计为4×103，与形态测量学估计的结果类似。(C)micro PET/CT成像检测隐蔽淋巴结转移。携带伴有淋巴结转移的小鼠瘤内注射Ad TSTA-tk。验证了Ad可以通过瘤周淋巴管自肿瘤引流到区域前哨淋巴结的假设。应用18F-HBG-PET，在肿瘤和引流的前哨淋巴结中都检测到了信号。有代表性的矢状面(顶部)和横断面(底部)，micro PET/CT显示自肿瘤注射部位(IS)及引流的腋窝前哨淋巴结(Ax)发出的PET信号。(D)癌特异性黏蛋白1启动子驱动的Ad Muc-TSTA-fl荧光素酶表达载体，以108感染单位的剂量静脉注入实验性KPL-1乳腺肿瘤肝转移的荷瘤动物。3周后肝上可见一强信号。接受同样治疗的原生肿瘤动物未检测到信号。(E)在其他动物同样全身给予Ad Muc-TSTA-fl，能够显示KPL-1的肝及腹膜转移灶。这些结果提示，针对检测前列腺癌和乳腺癌远处转移灶及可能根治而言，Ad TSTA是一种有效的特异性工具。

8.4.2 基于纳米颗粒的分子成像制剂

识别局部或远处淋巴结转移灶是肿瘤分期和患者治疗的关键步骤。发展微创的转移灶精确检测技术，需要多领域专家团队的共同努力。这种跨学科的合作已经有成功例证，即检测结节性转移灶的纳米颗粒(NP)淋巴对比造影剂的研发［30-34］。NP的大小范围为10～100nm，作为对比造影制非常适用于淋巴系统造影［35］。

(1) 临床前哨淋巴结检测技术

已非常明确，乳腺癌和黑色素瘤的淋巴结状态是最有力的单个独立预后指标［36-39］，腋窝淋巴结转移与总生存率的下降相关。在乳腺癌和黑色素瘤患者中，常规进行淋巴结的组织病理学检查，并用于肿瘤分期和患者管理［36，39］。直到最近，在许多乳腺癌治疗中心，腋窝淋巴结清扫术(ALND)仍然是浸润性乳腺癌患者的常规治疗方案。然而， ALND常伴有较高的并发症，且分期代价高。近几年来，为了减少ALND的组织创伤，引入了前哨淋巴结(SLN)的概念，即接纳原发肿瘤直接引流的淋巴结［35，40，41］。在许多乳腺癌治疗中心，前哨淋巴结活检(SLND)已替代ALND，即对直接接受原发肿瘤引流的淋巴结进行病理学检查会得到明确结果。如果前哨淋巴结检测是阴性，则转移至更远端淋巴结的概率很低［36］。除了乳腺癌和黑色素瘤，SLND技术已经应用于其他一些伴淋巴结转移的实体肿瘤，如头颈部肿瘤［38］、宫颈癌［42］、结直肠癌［43］、膀胱癌［44］和前列腺癌［45］。

识别SLN是SLND决定性的第一步，这一步取决于淋巴亲和性NP在SLN中的传输和蓄积。NP的大小和表面性质是其淋巴亲和特性的关键［46］;NP在许多临床应用中的典型范围为50～200nm［39］。NP在淋巴结中的驻留主要是巨噬细胞吞噬作用的结果［47］。推荐用于淋巴造影的NP最适大小为10～100nm［39］。

临床上，SLN的定位是通过注射蓝色染料，如亚甲蓝(单独使用亚甲蓝或与放射性标记的纳米凝胶合用)，再行淋巴造影。淋巴造影剂因地理位置不同而有不同选择。在美国是锝-99标记的硫胶体，欧洲是锝-99m标记的人血清白蛋白纳米胶体。近期用于术中淋巴造影技术，是通过γ线照相机检测癌周注射的放射性标记NP进入SLN，然后切除SLN以供组织病理学检查［48］。

(2) 基于纳米粒子的SLN淋巴成像

除了蓝色染料和放射性纳米胶体应用于SLN淋巴造影以外，近期我们还注意到另一些类型的NP被用于其他成像方法，如MRI和近红外荧光成像(NIR)的SLN分期和定位成像［49］。相对于CT和PET，MRI能更好地提供软组织的鲜明反差。常规MRI通过对形态和信号强度改变的观察，从而对淋巴结的状态进行判定［49，50］。然而单独靠这些参数，难以胜任可重复性地识别转移淋巴结［49，50］。已开发超微超顺磁性的氧化铁颗粒(USPIO)并用于增强MRI成像，通过NP和网织内皮系统的相互作用来增强淋巴转移灶成像的特异性［30，31，49，50］。当全身给药时，这些纳米大小的USPIO从血管外溢至淋巴系统，并被循环性巨噬细胞摄取。含有USPIO的巨噬细胞在正常淋巴结中的蓄积会导致淋巴结信号强度下降。相反，在被肿瘤细胞浸润的淋巴结中，由于结构改变导致NP的摄取和存留减少，而淋巴结信号增强和(或)分布不均(图8-18)。目前，这一技术已被用于头颈部肿瘤和前列腺癌转移灶的成像，似乎能有效地检测盆腔和腹部淋巴结转移灶［49］。虽然这一技术有望高特异性地区分良恶性淋巴结组织，但因缺乏广泛接受的指南而限制了其使用，所以多数情况下只用于临床前研究［50］。

图8-18 六边形淋巴细胞亲和性超顺磁纳米粒子的电子显微镜照片(图A和B)，表面结合右旋糖酐和填充USPIO的分子模型(图C和D)，淋巴细胞亲和性超顺磁纳米粒子的作用机制(图E)

注: 这里显示的淋巴细胞亲和性超顺磁纳米粒子模型平均测量大小为2～3nm(图A和B)。右旋糖酐粒子的平均大小是28nm(图C和D) 。在图E中，全身注射长循环时间微粒，可以穿过组织间隙，经淋巴管引流。转移导致的淋巴回流障碍或淋巴结结构的改变，致使MRI检查发现淋巴细胞亲和性超顺磁纳米粒子的异常累积(图由《新英格兰医学杂志》授权，2003［30］)。

NIR是近年来发展的新颖成像策略［32-34，51-53］。相对于PET或MRI等分子成像方法，其优点有:体内荧光成像的设备和操作成本非常低廉，又避免了离子辐射和磁场造成的潜在健康危害。近期，多数体内荧光成像采用在NIR范围发光的荧光探针，这样相对于其他波长，组织对光吸收和发散的弱化降低到最低程度［32］。已有将NIR-NP用于SLN成像的报道［32，33，51，54］，并有望在不久的将来，在临床使用中这些荧光示踪剂可以成为除蓝色染料和纳米凝胶外的另一种选择。许多研究者应用NIR量子点作为淋巴亲和性成像示踪剂，这些量子点由器官分子功能化，以提高它们固化的稳定性和生物相容性，同时降低毒性［55］。虽然近年来，量子点在安全性和生物相容性方面已经取得了明显改善，但将它们应用于人体还待进一步的安全验证。

在Kim等人的研究中，已检测到爪部注入的量子点在流经腋窝淋巴结时有聚集［32］。在Kobayashi等人的进一步研究中，有5种不同发射波长的量子点被同时注入上身不同的部位，并能捕捉到它们各自进入颈部和上身引流淋巴结的流向及在淋巴结中的蓄积［53］。这些研究主要证明NIR-NP可以结合体内荧光成像技术用于浅部SLN的成像，例如乳腺癌和黑色素瘤的SLN。如前所述，在体内荧光成像技术的临床转化中，我们面临的最大技术挑战之一就是组织吸收造成的发射光减弱。虽然近期NIR成像技术着重针对这一点进行了改进，但目前NIR成像技术主要还是限于临床前研究。

近几年，纳米技术和分子成像技术的融合发展了多种以NP为基础的淋巴亲和性造影剂，用于SLN的分期和定位。我们相信在不久的将来，在多学科领域中的努力必将创造出新一代的淋巴亲和性造影剂，这种造影剂不仅具有卓越的淋巴亲和性，还可以配合不同的临床成像策略，对淋巴结的肿瘤转移灶进行功能和无创性显像。

8.4.3 肿瘤转移的放射免疫成像

基因和蛋白质工程技术的进步推动了基于单克隆抗体(m Ab)药物在医学领域空前的发展与应用。基于抗体(Ab)疗法的发展和商业化，使其成为当今医药工业的重要部分，至2010年美国重组蛋白疗法销售额计划达到150亿美元［56］。如2007年，18种m Ab疗法获得美国FDA的批准［57］，其中8种允许用于不同种类恶性肿瘤的诊断与治疗，例如，利妥昔单抗(瑞图宣)、曲妥珠单抗(赫赛汀)和贝伐单抗(阿瓦斯汀)，已经被广泛用于肿瘤治疗。有4种药物结合了放射性核素，用于SPECT的体内放射免疫成像(RII):阿西莫单抗(CEA-Scan)用于结直肠癌的成像，巯诺莫单抗(Verluma)用于小细胞肺癌，沙妥莫单抗喷地肽(OncoScint)用于结直肠癌和卵巢癌，卡罗单抗喷地肽(ProstaScint)用于前列腺癌［57］。

理论上，mAb成像药物对其目标具有高特异性，尤其适合肿瘤诊断性成像，因为它们能够在体内通过与细胞表面的生物标记结合而区分细胞表型。当与PET-CT或SPECT-CT等其他定量成像方法联合应用时，m Ab药物能够辨别患者体内肿瘤的位置与浸润范围。这些信息在为每个患者制订个体化治疗方案时尤为实用。相对于那些细胞代谢速度依赖性示踪剂，如18F-FDG，m Ab-RII示踪剂在低等级的淋巴瘤和前列腺癌等固有代谢率较低的肿瘤成像方面具有独特的优势［57-59］。虽然拥有巨大的潜力，这类分子成像药物仍未具有临床可行性和商业化成功，目前只有卡罗单抗喷地肽(Prosta Scint)仍在使用，其他3种成像制剂已渐被废弃［57，60］。近几年来，m Ab-RII制剂领域的再度兴起主要归功于成像设备的改善，以及具有更高亲和力和卓著药代动力学特性的m Ab片段的发现。

(1) 理想RII制剂的标准

一个成功的m Ab-RII制剂需要满足一些标准。首先， m Ab制剂的靶点应该易于被m Ab制剂接近的且只在肿瘤组织中过表达，在正常组织中表达最低。目前正在接受临床试验评估的靶点实例包括CD20、CD22、前列腺特异性膜抗原(PSMA)、黏蛋白1、癌胚抗原(CEA)，HER-2/neu受体、EGFR和VEGF［57，58］。

其次，要实现高质量的成像，m Ab必须具有最佳的药代动力学，能够从血浆中被有效地清除，同时维持适当肿瘤组织摄取量。示踪剂应该被网状内皮系统最小的摄取，特别是肾和肝中。示踪剂应经肾排泄，而不是肝胆管系统，因为这样利于区分来自腹腔病灶的信号和肝的信号。对于抗体片段，肾清除的大小为分子量小于60000，所以分子量小于60000的微粒主要由肾排泄。

第三，m Ab示踪剂的循环半衰期(t1/2)必须与用于标记m Ab药物的放射性核素相符。考虑到SPECT和PET在肿瘤学分子成像领域的优势，理想的m Ab制剂半衰期应该在几小时到几天之间［57，58，60］。

(2) 商业化的m Ab-RII制剂

在m Ab-RII制剂研究中，最大的成果是用于胃肠道肿瘤的RⅡ试剂的研制［57］。在FDA批准的4种m Ab成像示踪剂中，阿西莫单抗(CEA-Scan) 和沙妥莫单抗喷地肽(Onco Scint)是靶向结直肠癌。但是，这些示踪剂目前已经被弃用［57，60］。本节通过分析CEA-Scan和沙妥莫单抗喷地肽(Onco Scint)来阐明m Ab成像制剂研究中面临的挑战。

CEA被认为与结肠癌的进展有密切关系的一种重要抗原。它是一种大分子量的糖蛋白，见于正常胎儿体内，但在正常成人细胞内含量很低。由于90%以上的原发结肠癌患者CEA水平增高［64］，所以临床前和临床研究明确CEA作为胃肠道肿瘤的生物标记。有研究表明，术前CEA值增高的患者虽然手术已经切除原发肿瘤，但总生存率仍然较差［64，65］。然而，CEA值增高也可见于部分非恶性肿瘤的患者。

CEA-Scan是一种鼠源性的m Ab-Fab片段，它与99mTc结合用于检测结直肠癌的转移复发［57］。它在1996年得到FDA的批准上市，2006年又被FDA下架。CEA作为成像靶标的可能并发症是，表达于细胞表面的糖基磷酸酰肌醇连接的CEA在磷酸酶的作用下从细胞表面剪切并释放入血液循环，因此干扰肿瘤细胞和CEA-Scan的结合，降低了示踪剂在肿瘤组织/血中的浓度比。另外，由于分泌型CEA通过肝代谢［64］，使得肝内的示踪剂蓄积浓度较高。Libutti等并排比较18F-FDG-PET和CEA-Scan用于检测结肠癌术后复发研究发现，18F-FDG-PET要好于CEA-Scan［66］。这个结果是通过对18F-FDG-PET和CEA-Scan筛查怀疑肿瘤复发的患者(已经接受过原发结肠癌切除术)，在双盲情况下再次进行剖腹探查证实得出。因此，这项研究的目的在于通过18F-FDG-PET和CEA-Scan筛查发现肿瘤有无复发，以及当发现肿瘤复发时，为是否可以手术切除提供依据。在28例接受联合成像和手术治疗的患者中，有26例发现肿瘤复发，其中10例无法再次手术切除。18F-FDG-PET成功预测90%的无法手术切除病例，而CEA-Scan却无一例预测成功。对于另外可切除复发肿瘤的16例患者，18F-FDG-PET预测成功率达81%，而CEA-Scan仅有13%。在Wilkomm等［67］应用18 F-FDG-PET和放射性标记的抗CEA抗体片段检查结肠癌的局部复发和转移的研究中也有相似的发现。

尽管18F-FDG已经被广泛应用于肿瘤分子成像，但对前列腺癌的诊断和治疗的应用仍很局限。原因主要是以下几点:第一，前列腺癌对FDG的吸收率很低; 其次，膀胱组织对FDG的显著吸收干扰了前列腺肿瘤的信号; 第三，PET对前列腺癌的诊断价值较之MRI等其他成像技术优势有限［57，68］。因此，开发基于抗体的RⅡ制剂应用于前列腺癌可能有着独特的价值。Prosta Scint是在7E11抗体基础上研发的单克隆抗体扫描技术。7E11 抗体最初用来检测PSMA［57］。PSMA是前列腺癌中研究最多的一个生物标记，其分子量为100000的跨膜蛋白，拥有短的细胞内域和相对较长的细胞外域［69］。和CEA相比，PSMA不能分泌入血液循环，且主要表达于前列腺组织，在其他组织很少表达［69］。在前列腺组织内，PSMA的水平和前列腺癌的侵袭力呈正相关［69］。在前列腺癌的转移灶内，比如骨骼、淋巴结、软组织和肺组织，PSMA的表达量也明显增加［70-72］。

最初，Prosta Scint用于具有高淋巴结转移风险患者的诊断和分级［57］。尽管PSMA作为前列腺癌成像技术的靶标具有很多优点，但由于Prosta Scint只能和PSMA细胞内域而不能和PSMA的细胞外域结合，因此只有在循环抗体可与非活细胞的胞质接触，Prosta Scint才能和PSMA结合［57，69］，这也限制了Prosta Scint对缺乏大量凋亡坏死细胞骨转移灶的成像诊断。一些可以结合在PSMA细胞外域的抗体试剂正在研究中，比如J591［69］。

(3) 长半衰期放射性核素的应用

第一代抗体示踪剂因为其目标/背景比较低及免疫原性等问题，限制了体内重复给药，从而影响了其临床应用［57，58，60，68］。m Ab-RII示踪剂仍未实现其最大理论潜能。近几年，由于分子成像仪器的发展，放射性核素结合技术的进步，长半衰期正电子发射剂的上市(比如89Zr的半衰期为78.4小时，124Ⅰ的半衰期为100.2小时)以及蛋白质工程技术的发展，使人们重新对抗体示踪剂用于肿瘤成像技术产生兴趣。

在Perk等人［73］的一项研究中，将放射性核素89Zr标记的单克隆抗体DN30注射入携带表达c-Met人类肿瘤移植瘤的小鼠体内，以评价抗体示踪剂用于观察体内表达c-Met肿瘤的效果。c-Met受体是由致癌基因MET编码的一类蛋白，它是酪氨酸激酶受体-肝细胞生长因子的配体。研究显示，c-Met受体的激活对肿瘤发生以及侵袭表型的获得起着重要作用［74］。由此推断，将DN30单克隆抗体结合在c-Met上可以干扰c-Met信号通路，从而控制MET致癌基因的激活，抑制肿瘤的发生和转移。仅需要11mg的抗体就可以检测到肿瘤，在注射后一天就可以观察到小鼠移植瘤体，肿瘤信号可以持续4天。研究者报道，已经开发出人源化DN30单克隆抗体用于临床研究。

Borjesson等人在一项临床研究中，通过使用89Zr标记的人鼠嵌合单克隆抗体U36(该抗体可识别表达于头颈部肿瘤的CD44v6抗原)，对20例头颈部鳞状细胞癌患者进行原发灶和肿瘤的淋巴结转移显像［75］。对immuno-PET、CT/MRI以及触诊的结果进行比较。其中一组患者在进行以上检查的同时还接受18F-FDG-PET成像。研究中除了两例患者对单克隆抗体有免疫排斥反应外，其余患者无明显免疫反应。成像结果显示immuno-PET和CT/MRI对淋巴结转移的诊断敏感性基本相当(72%对比60%)，而接受18F-FDG-PET组的诊断敏感性和immuno-PET相似(62%对比85%)。结果还发现18F-PET、immuno-PET和CT/MRI均有假阳性病例。研究者认为目前immuno-PET和18F-PET在诊断淋巴结微转移上均价值不大。

(4) 工程抗体片段

近几年，对抗体成像制剂的研究，逐渐从使用完整的抗体转移到使用重组抗体片段。目前大量的精力用于改进蛋白质片段，以改善m Ab-RⅡ制剂的药代动力学。早期抗体片段制剂主要由酶消化完整的抗体，产生Fab片段或者F(ab')2片段，如阿西莫单抗/CEA-Scan。在过去10年里，工程蛋白质片段的出现，比如单链的Fv片段、双特异抗体以及微型抗体，通过调整它们的药代动力学和在器官的生物分布以满足特殊的分子成像技术的要求，有可能充分地开发这类分子成像制剂的应用潜能。

蛋白质的循环寿命取决于分子量的大小和对靶标的亲和力［76，77］。一个完整抗体的分子量为150000以下。完整抗体的高分子量和新生儿的Fc受体结合后的复合物分子量变大，使抗体注入体内后在循环内的存留时间可达数周，从而使抗体有足够的时间在肿瘤组织内累积，虽然这样也降低了肿瘤/背景信号比。复合物较大的分子量以及在循环内停留时间的延长，使其血浆清除率减慢，组织渗透力变弱，以及对抗体示踪剂的免疫原性增强［78］。为了避免完整抗体的这些弊端，研究者倾向于研究具有更好药代动力学特性、利于肿瘤成像的抗体片段(图8-19)。

图8-19 基于工程抗体的PET

注: (A)原理图显示工程片段的域构成，包括sc Fv(25000)、双特异抗体(55000)、微抗体(80000)、sc Fv-Fc(105000)和完整抗体(150000)。(B)放射性碘标记的抗CEAsc Fv单克隆抗体片段在皮下LS174T人结肠癌无胸腺荷瘤小鼠中的肿瘤摄取和血液清除曲线。摄取由每克注射剂量(ID/g)的百分率表示。图中sc Fv-Fc SM是单克隆抗体的H310A单突变体，sc Fv-Fc DM是H310A/H435Q双突变体。(C)在LS174T异种移植荷瘤小鼠中，124I标记的抗CEAsc Fv-Fc片段(亲代人伽玛1和H310A/H435Q双突变体)的连续micro PET成像。清除率的区别在序列图像中是显而易见的(图得到Macmillan出版公司授权，2005［78］)

不同大小的抗体片段可以通过重组DNA技术得到。一种靶向特异性抗体可变基因最早被分离克隆，并且表达产生所需的抗体形式。这些重组蛋白质片段分子量为25000 (sc Fv) ～110000(scFv-Fc)，大量的临床前和人体研究证实，由于它们相比于完整的抗体有着优越的生物学分布，因此可以被用于肿瘤成像技术［58，60，78］。完整的抗体在体内存留的时间长达数周，且在注射入体内几天后才能够进行成像观察。而分子量较小的抗体片段在注入体内后24小时内就可以达到理想的肿瘤/血液分布比，相比于完整的抗体，更适合与较短半衰期的放射性核素结合用于肿瘤的成像。

像sc Fv这样小分子量蛋白质片段，由一条可变区的轻链和重链通过肽键连接，由于它在体内清除较快，因此限制了它在分子成像中的应用。与亲代抗体相比，sc Fv在体内迅速被清除以及与相对亲代抗体的结合效价降低，减少了其在肿瘤的吸收。“双特异抗体”(diabodies)是由两个sc Fv片段通过分子量55000的短肽连接的非共价二聚体。相比于sc Fv，双特异抗体由于具有对靶点的双效价结合以及长循环存留时间，所以具有更好的肿瘤组织吸收率。因此，它们较适合与中等半衰期的放射性核素结合，如64Cu(半衰期为12.7小时)、124Ⅰ(半衰期为100.2小时)。对较大分子量片段的开发也在进行之中，如由 sc Fv-CH3(分子量80000)或者sc Fv-CH2-CH3融合蛋白(分子量110000)组成的微型抗体。目前m Ab-RⅡ试剂的研究主要停留在临床前阶段［58，60，78］。

抗体片段RⅡ制剂的药代动力学和生物分布特性可以通过改变抗体片段结构的方法进行优化，以满足体内应用的不同需要。这种方法已经通过衍生自CEA单克隆抗体T84.66的双特异抗体和微型抗体的临床前研究得以阐明［79-85］。通过对蛋白质片段的类型(双特异抗体和微型抗体)、肽连接以及放射性核素的筛查，正在进行大规模的蛋白工程，以调整蛋白质片段的结构和功能关系。接下来主要概述有关的研究来阐明抗体片段成像试剂的多方面功能。

首个T84.66的微型抗体是通过将sc Fv域和Ig GCH3域融合形成［80］。研究人员希望通过两者的融合，保留sc Fv的双效价结合，同时加以CH3域的稳定性，从而使微型抗体在肿瘤组织内的滞留和药代动力学效应优于单纯的sc Fv片段。已创建和测试两种不同结构的微型抗体，它们的不同仅限于连接在sc Fv域和CH3域的肽连接域上。肽连接长度的差别，使微型抗体在结构上表现出不同的特性。将放射性碘标记的微型抗体于体内给药靶向作用于无胸腺小鼠LS174T移植肿瘤。注射微型抗体6小时后，检测到肿瘤吸收的抗体浓度达32.9% ID/g，而肿瘤对完整抗体的吸收为30%～40%ID/g［80］。相对于单纯的sc Fv片段吸收率仅在1%～5% ID/g，微型抗体试剂的特性要优于单纯的sc FV片段等蛋白。

在后续的研究中［84］，对T84.66微型抗体稍加修饰，以放射性核素64Cu标记后，注入LS174T移植肿瘤的无胸腺荷瘤小鼠体内进行PET显像，发现注射5小时后，肿瘤对抗体的吸收达17.91% ID/g。这项研究奠定了将微型抗体用于人体PET扫描的可行性理念。有趣的是，研究人员提出肿瘤对微型抗体被动摄取是通过传递目标的机制，因为放射性核素标记的蛋白摄取率达8.2% ID/g。值得注意的是，肝对64Cu具有较高的摄取率，这一点限制了64Cu标记微型抗体的临床应用。

Sundaresan等［86］的研究发现，将124I标记的抗CEA双特异抗体和微型抗体注射入带有CEA阳性和CEA阴性异体移植肿瘤的荷瘤小鼠体内，然后进行PET成像。结果显示，在注射后18小时，肿瘤对双特异抗体的平均吸收率达4.5% ID/g，微型抗体平均吸收率达20.6% ID/g; 两种抗体的肿瘤/背景比相似。但双特异抗体的非靶向蓄积明显低于微型抗体。作者总结得出，考虑到双特异抗体的优良肿瘤/背景对比度，在这个模型中双特异抗体比微型抗体有较多优势。有趣的是，在此项研究中还设立了一个小鼠亚组对18F-FDG和放射性核素标记的微型抗体进行比较。与CEA阳性的移植瘤体对放射性核素标记的微型抗体高度特异性摄取相比，移植瘤体对18F-FDG的吸收水平和双特异抗体相似，为3%～8% ID/g。因此研究者建议，对于那些不适合18F-FDG检查的肿瘤，可将RⅡ抗体制剂作为补充检查手段。Olafsen等又研发了一种半胱氨酸修饰的抗CEA双特异抗体，它包含一个可还原的二硫键。通过借助特异位点反应将放射性核素或治疗性荷载连接在半胱氨酸上，而非随意的连接到表面氨基酸，从而保留了蛋白表面的连接域。类似结构的抗HER-2双特异抗体亦已开发。最近放射化学的新突破能够将18F标记在抗CEA双特异抗体上，相比于其他放射性核素，可能具有更好的转化潜能［83］，并具有适用于双特异抗体成像的半衰期。

一项使用123Ⅰ标记的抗CEA微型抗体开创性临床研究在10例活检证实的结直肠癌患者中进行［79］。然后应用SPECT、CT扫描进行微型抗体成像，并与手术结果比较。结果发现，8例患者通过微型抗体制剂扫描可以识别直径在1.0cm以上的肿瘤，CT扫描在10例患者中有5例发现肿瘤。除此之外，微型抗体的耐受性较好，此研究中未发现任何患者对微型抗体有显著免疫反应。本研究对抗体片段的临床转化潜力进行了初次尝试。目前，一个用于结直肠癌免疫闪烁成像的抗CEA双特异抗体正在接受FDA的临床试验［87］。

过去10年来，在抗体的成像技术领域取得了巨大的进步，这主要得益于immuno PET仪器以及重组蛋白技术的发展。有关抗体的RⅡ制剂的大量临床前期研究说明，这项技术在肿瘤学领域具有极大的应用前景。

8.4.4 肿瘤转移的小分子PET成像

过去10年，无创成像技术的进步为肿瘤转移的分子诊断创造了无限可能。最近几年，功能和分子成像技术(如SPECT和PET)弥补了以形态学为基础的成像技术(如CT、超声和MRI)的缺陷［88］。最具前景的是将PET和CT融合，使肿瘤的解剖定位和生理过程变得可视化(图8-20)。PET可以扫描到由正电子发射性同位素(如15O、13N、11C、18F)发射的高能γ光子。这些同位素的半衰期相对较短，为2分钟(15O)到110分钟(18F)。还有一些不常用的正电子发射性同位素，如14O、64Cu、62Cu、124I、76Br、82Rb和68Ga［2］。这些正电子发射的同位素与那些在病理组织代谢或过表达的分子(示踪剂)以化学方式结合进行显像［89］。这些示踪剂的浓度为兆摩尔级，因此放射性标记的示踪剂可以显示活体内的生理状态，而不会明显改变系统的功能状态。示踪剂可以是代谢物、药物、肽、脂类或者抗体。由于很多示踪剂在转移灶细胞内快速变化的特性，使之可以通过PET检测到转移灶的情况。目前正在探索PET对肿瘤的血管生成、凋亡、受体表达以及缺氧状态等其他分子事件进行成像。示踪剂及其相关的病理过程列于表8-6。

18F与2-脱氧-氟代-D-葡萄糖(2-deoxy-2-fluoro-D-glucose)的结合(18F-FDG)、11C-和18C-与胆碱的结合、18F-与氟化物的结合，在肿瘤转移的分级和检测中有很大的应用前景。下面将着重阐述这些小分子示踪剂在乳腺癌和前列腺癌中的应用。

图8-20 PET-CT

注: 一位前列腺癌淋巴结转移患者的11C-胆碱PET图像。(A)阳性信号定位在骨盆。(B)阳性信号定位在淋巴结，可增强信号特异性(图由Elsevier授权［138］)。

表8-6 可用于肿瘤转移PET成像的示踪剂

(1) 18F-FDG

很多类型的恶性肿瘤细胞表现出超常的糖代谢状态［90］。和正常细胞相比，葡萄糖转运体GLUT-1在很多肿瘤细胞内过表达，如乳腺癌［88］、胆管细胞癌［91］、非小细胞肺癌［92］以及前列腺癌。肿瘤PET成像技术的基础是癌细胞对葡萄糖代谢增加，检测葡萄糖的类似物18F-FDG被肿瘤摄取的情况以进行成像。18F-FDG被GLUT-1转运至细胞内，然后在己糖激酶Ⅱ的作用下磷酸化变成6-磷酸-FDG。6-磷酸-FDG不再被代谢，因此会保留在肿瘤细胞内。最近，Cantley等人的研究认为丙酮酸激酶M2PK可引起Warburg效应。其机制是肿瘤细胞对18F-FDG吸收增多，以及快速的肿瘤细胞扩散。进一步研究表明，丙酮酸激酶的异构重整可以导致细胞代谢以及肿瘤生成的改变［93，94］。

乳腺癌是常见肿瘤，在西方国家居女性肿瘤死亡率的第二位［95］。研究表明18F-FDG对乳腺癌具有亲和力，检出率达64%～100%［96-98］。18F-FDG已经用于腋窝淋巴结转移的分级，敏感度79%～100%［99-102］。另外，相比于传统的形态学成像模式，18F-FDG对乳腺癌腋窝淋巴结的情况、远处转移以及肿瘤复发具有相对较高的敏感性和特异性［99-102］。在最近的一项研究中，Borkar和Pandit-Taskar报道了应用18F-FDG进行乳腺癌远处皮肤转移的检测［106］ (图8-21)。但是，PET用于淋巴结成像的一个主要缺陷是对于小病灶特别是腋窝微转移灶有较高的假阴性率，这主要是因为目前PET技术空间分辨率的限制(约5mm)。这种PET检测微转移灶的限制可通过结合一些精确的病理学技术加以弥补，比如多层切片，免疫细胞化学染色联合SLNB。这些技术可明显提高了对已切除淋巴结微小病灶的检出率。因此，淋巴结造影术后进行SLNB仍然是诊断腋窝淋巴结转移的金标准。最后需要指出，相比传统的成像技术，PET-CT对肿瘤化疗效果的预测有独特的优越性。PET-CT已经被成功用于预测乳腺癌、软组织肉瘤［107］、霍奇金淋巴瘤以及胃肠间质瘤的化疗疗效［108-110］。

图8-21 18F-FDG-PET-CT扫描用于转移性乳腺癌分期

注: (A)一位73岁妇女的冠状位18F-FDG-PET成像显示在左乳皮下区域、左胸壁和右侧腹壁均有FDG摄取。(B)矢状位PET成像显示在腹壁皮下区域、右侧上背部和右臀部有FDG摄取。(C)轴位CT和18F-FDG-PET-CT融合成像显示在右侧下胸壁有FDG摄取的皮下结节(图由Clinical Nuclear Medicine授权［106］)。

(2) 18F-胆碱和11C-胆碱

胆碱是卵磷脂的一种成分，是细胞膜磷脂所必不可少的组分［111］。恶性肿瘤具有较高的增殖性以及细胞脂质的高代谢性，因此肿瘤细胞对胆碱的吸收率很高［112］。11C-胆碱和18F-标记的胆碱衍生物，包括18F-氟代乙基胆碱和18F-氟代甲基胆碱(18F-胆碱)对前列腺癌的评估有着广阔的前景［113-115］。Beheshti等人最近的研究表明，18F-胆碱可用于前列腺癌患者骨转移的评估。18F-胆碱PET-CT对前列腺癌骨转移的敏感性为79%、特异性为97%、准确率为84%［116］。在某些病例中，18F-胆碱可检出前列腺癌脊柱转移灶，但CT上尚无形态学的改变(图8-22)。另外一些病例显示，当CT显示明显的形态学改变，Hounsfield值大于825时，却检测不到18F-胆碱的摄取(图8-22)。这种现象可能部分由于病灶的类型不同所致，如溶骨性病灶表现为糖酵解增加或细胞膜的增殖，导致18F-胆碱的吸收增加。当患者接受激素以及其他治疗后，溶骨性病灶变为致密硬化性病灶，所以此类病灶不能稳定地吸收18F-胆碱。因此，针对溶骨性病灶与成骨性骨转移灶，在解释18F-胆碱PET-CT研究结果时应加以说明。

11C-胆碱已证实是可用于前列腺癌无创性成像的探针［117-119］，且快速优先地被淋巴结和远处转移灶所摄取［120-123］。一项初步的人体研究显示，11C-胆碱PET-CT可以检查出前列腺癌根治术后复发的淋巴结转移［124］(图8-23)。尽管样本数量较小，但是证据仍然强烈表明一旦经11C-胆碱PET-CT检出淋巴结转移，患者可从比较小的补救式淋巴结切除术中获益。11C-胆碱较18F-胆碱用于PET成像的优点在于，11C-胆碱尿液排出率不高，因此可以为区域引流的较小骨盆淋巴结提供清晰的图像。但11C-胆碱用于PET成像的缺点在于，相对于18F-胆碱的110分钟半衰期，11C-胆碱半衰期较短，最多仅有20分钟，因此需要就近放置一个回旋加速器。

(3) 18F-氟化物

Blau等人首次将18F-氟化物离子用于骨扫描［125］。18F-氟化物在含水的环境中可以与羟基磷灰石的羟基进行离子交换，形成氟氯磷灰石，然后融入骨骼基质中［126］。一项临床前的研究表明，在LAPC-9人前列腺癌骨转移的动物模型中，首先在胫骨皮质中，18F-氟化物的摄取被限制在胫骨的骨密质中，并自较大病灶的注射部位向远处扩散［127］。同时采用X线、组织标本检查和PET-CT一起评估第4周、第6周和第8周的成骨性病灶情况［127］(图8-24)，普通的放射线仅在第6周时间点上观察到成骨性病灶，而18F-氟化物的摄取在第4周时就可由PET-CT观察到［127］。Evan-Sapir等人［128］进行的一项临床研究中，对44例具有高风险前列腺癌的患者比较多种成像手段，包括99mTc-亚甲基二磷酸盐(99mTc-MDP)平面骨闪烁扫描法、SPECT、18F-氟化物PET和18F-氟化物PET-CT对骨转移检测的敏感性。结果显示， 18F-氟化物PET-CT具有最好的敏感性和特异性，优于单独应用18F-氟化物PET，其敏感性和特异性均优于二维和SPECT骨闪烁扫描法。由于18F-氟化物合成简单，应用前景良好，因此医疗保险中心和公共医疗补助机构(CMS)正考虑将18F-氟化物PET诊断前列腺癌骨转移纳入医疗保险之中。

小分子示踪剂(如FDG)PET成像技术在恶性肿瘤的诊断和治疗中具有一定的价值，尤其是对前列腺癌和乳腺癌转移的诊断具有良好前景，但是其特异性和稳定性仍存在争议。目前对现有的小分子PET示踪剂的价值还有待不断研究，以奠定其在诊断肿瘤转移中的牢固基础。同时，科学家还在不停研究寻找新的肿瘤检测示踪剂。

图8-22 前列腺癌骨转移动态模式的PET检测

注: (A)PET和PET-CT显示在T8胸椎骨髓转移灶的18F-胆碱摄取，而此时同一患者的CT仍显示正常。(B)T9胸椎中小的硬化性病灶伴随18F–胆碱摄取，患者没有治疗。(C)在接受激素治疗的患者中，硬化性病灶发生显著形态学改变(Hu1100)，18F–胆碱仅在硬化性病灶的边缘吸收。(D)另一位同样接受激素治疗的患者有阴性的18F–胆碱摄取和在CT上有增高硬化性密度(Hu1250)的高度可疑病灶(图来自Beheshti等［116］，由Springer授权使用)。

图8-23 一位接受根治性前列腺切除术患者的11C-胆碱PET-CT(经轴位切面)

注:(A)pT3bp NOcMO Gil Gl.7R1阶段患者的11C-胆碱PET成像(经轴位切片)。(B)相应的增强对比4排螺旋CT扫描(经轴位切面)。(C)融合的PET-CT成像。(D)小骨盆中的一个可疑淋巴结(箭头所指)的PET成像(冠状位切面，MIP强度最大化成像)。成像时的PSA水平是1.3ng/ml。11C-胆碱PET-CT显示位于髂外动脉淋巴结的增强局部摄取。补救性淋巴切除术后的组织病理学检查证实12个淋巴结中有3个转移。随后进行了严密的观察治疗。随访6个月之后，PSA稳定于0.1ng/ml (图来源: Rinnab等［124］，由S. Karger AG授权使用)。

图8-24 18F-氟化物PET-CT检测骨转移

注: X线平片结合PET-CT和组织学分析，对使用18F-氟化物离子的典型LAPC-9肿瘤，在4、6、8周进行造影。尽管骨生成在第6、8周的X线平片可见(箭头所示)，在肿瘤细胞注射后4周的连续PET成像中，进行性增长的18F-氟化物离子摄取表明存在成骨性活动(箭头所示)。PET扫描中增加的信号强度与组织学分析中的新骨生成程度相符合(星号标记)(图来源: Hsu等［127］，由核医学学会授权使用)。

8.4.5 结论

分子成像在揭示隐匿性、致死性的肿瘤进展和转移过程中具有广泛的前景。从病毒载体到100nm大小的纳米粒子，到抗体等生物制剂，再到小分子放射性示踪剂，很多不同类型的创新性成像探针不断在临床前研究中得到发展。一般来说，较大的病毒载体具有更多的功能，能够被设计产生高选择性的成像信号。然而，由于它们的免疫原性和在血液循环中较差的生物分布，阻碍了它们在肿瘤部位的分布。如病毒载体的分子成像技术在临床的转化面临着显著困难。纳米粒子成像技术有望在不远的将来得到快速普及，这部分是因为纳米技术领域对于开发一种智能运载工具的巨大兴趣。纳米粒子体内性能的进一步证实需要更积极的实验研究。

当放射性标记化学以及高质量标准的蛋白质生产取得不间断进步时，作为一类成像试剂，工程抗体探针具有临床转化的理想前景。随着抗体介导癌症治疗的发展(例如曲妥珠单抗和贝伐单抗)，抗体成像技术的实用化很快就会实现。

文中所讨论的4种成像制剂，小分子成像示踪剂的临床转化是最直接的。小分子成像示踪剂发展的瓶颈在于如何研究出新型、更高选择性的分子探针，以揭示癌症关键调节通路的功能状态。由于人类癌细胞和宿主细胞的异质性，就像分子靶向药物制剂一样，小分子探针临床应用的全部效果很难在动物模型中预测到，因此需要人体试验进一步的仔细评估。放射性标记探针一般使用示踪剂的剂量，这个剂量通常比产生药理效应的剂量低2～3个等级。因此，试验性临床研究中的成像探针测试，相比于传统的药物，目前受到的监管较少，耗时也少，因此有更多的新型分子成像示踪剂即将出现。

由于肿瘤学、核医学、化学以及分子生物学领域的多学科专家的共同努力，分子成像的前途光明，而且这些领域的科学家和临床医生将共同促进分子成像的快速进步。在不久的将来，会有更加广谱、更加敏感、具有更好一致性的无创成像技术用于肿瘤转移的检测。

(王骥 译，钦伦秀 审校)

参考文献

［1］Weber WA. Positron emission tomography as an imagingbiomarker. J Clin Oncol，2006，24( 20) : 3282-3292.

［2］Massoud TF，et al. Molecular imaging in living subjects: seeingfundamental biological processes in a new light. Genes Dev，2003，17: 545-580.

［3］Weissleder R，et al. Imaging in the era of molecular oncology.Nature，2008，452: 580-589.

［4］Gambhir SS，et al，eds. Molecular Imaging with Reporter Genes.New York: Cambridge University Press，2010.

［5］Liang Q，et al. Noninvasive，repetitive，quantitative measurementof gene expression from a bicistronic message by positron emissiontomography，following gene transfer with adenovirus. Mol Ther，2002，6: 73-82.

［6］ Sun X，et al. Quantitative imaging of gene induction in livinganimals. Gene Ther，2001，8: 1572-1579.

［7］ Ponomarev V，et al. Cytoplasmically retargeted HSVl-tk /GFPreporter gene mutants for optimization of noninvasive moleculargeneticimaging. Neoplasia，2003，5: 245-254.

［8］Ray P，et al. Construction and validation of improved triple fusionreporter gene vectors for molecular imaging of living subjects.Cancer Res，2007，67: 3085-3093.

［9］ Paulmurugan R，et al. Noninvasive imaging of protein-proteininteractions in living subjects by using reporter proteincomplementation and reconstitution strategies. Proc Natl Acad SciUSA，2002，99: 15608-15613.

［10］Johnsson N，et al. Split ubiquitin as a sensor of protein interactionsin vivo. Proc Natl Acad Sci USA，1994，91: 10340-10344.

［11］Pelletier JN，et al. Oligomerization domain-directed reassembly ofactive dihydrofolate reductase from rationally designed fragments.Proc Natl Acad Sci USA，1998，95( 21) : 12141.

［12］Kaihara A，et al. Locating a protein-protein interaction in livingcells via split Renilla luciferase complementation. Anal Chem，2003，75: 4176-4181.

［13］Luker KE，et al. Kinetics of regulated protein-protein interactionsrevealed with firefly luciferase complementation imaging in cellsand living animals. Pric Natl Acad Sci USA，2004，101:12288-12293.

［14］Luster AD. Chemokines-chemotactic cytokines that mediateinflammation. N Engl J Med，1998，338( 7) : 436-445.

［15］Christopher MJ，et al. Suppression of CXCL12 production by bonemarrow osteoblasts is a common and critical pathway for cytokineinducedmobilization. Blood，2009，114: 1331-1339.

［16］ Muller A，et al. Involvement of chemokine receptors in breastcancer metastasis. Nature，2001，410: 50-56.

［17］Cabioglu N，et al. Chemokine receptors in advanced breastcancer: differential expression in metastatic disease sites withdiagnostic and therapeutic implications. Ann Oncol，2009，20:1013-1019.

［18］Salvucci O，et al. The role of CXCR4 receptor expression in breastcancer: a large tissue microarray study. Breast Cancer Res Treat，2006，97: 275-283.

［19］Luker KE，et al. Imaging CXCR4 signaling with firefly luciferasecomplementation. Anal Chem，2008，80: 5565-5573.

［20］ Balabanian K，et al. Leukocyte analysis from WHIM syndromepatients reveals a pivotal role for GRK3 in CXCR4 signaling. JClin Invest，2008，118: 1074-1084.

［21］ Massoud TF，et al. Reporter gene imaging of protein-proteininteractions in living subjects. Curr Opin Biotechnol，2007，18:31-37.

［22］Iyer M，et al. Two-step transcriptional amplification as a methodfor imaging reporter gene expression using weak promoters. ProcNatl Acad Sci USA，2001，98: 14595-14600.

［23］Johnson M，et al. Micro-PET /CT monitoring of herpes thymidinekinase suicide gene therapy in a prostate cancer xenograft: theadvantage of a cell-specific transcriptional targeting approach. MolImaging，2005，4: 463-472.

［24］Ray S，et al. Noninvasive imaging of therapeutic gene expressionusing a bidirectional transcriptional amplification strategy. MolTher，2008，16: 1848-1856.

［25］Huyn ST，et al. A potent，imaging adenoviral vector driven by thecancer-selective mucin-1 promoter that targets breast cancermetastasis. Clin Cancer Res，2009，15: 3126-3134.

［26］Burton JB，et al. Adenovirus-mediated gene expression imaging todirectly detect sentinel lymph node metastasis of prostate cancer.Nat Med，2008，14: 882-888.

［27］Adams JY，et al. Visualization of advanced human prostate cancerlesions in living mice by a targeted gene transfer vector and opticalimaging. Nat Med，2002，8: 891-897.

［28］ Penuelas I，et al. Positron emission tomography imaging ofadenoviral-mediated transgene expression in liver cancer patients.Gastroenterology，2005，128: 1787-1795.

［29］ Barton KN，et al. Phase I study of noninvasive imaging ofadenovirus-mediated gene expression in the human prostate. MolTher，2008，16: 1761-1769.

［30］Harisinghani MG，et al. Noninvasive detection of clinically occultlymph-node metastases in prostate cancer. N Engl J Med，2003，348: 2491-2499.

［31］Vassallo P， et al. AMI-227-enhanced MR lymphography:usefulness for differentiating reactive from tumor-bearing lymphnodes. Radiology，1994，193: 501-506.

［32］Kim S，et al. Near-infrared fluorescent type Ⅱ quantum dots forsentinel lymph node mapping. Nat Biotechnol，2004，22: 93-97.

［33］Tanaka E，et al. Image-guided oncologic surgery using invisiblelight: completed pre-clinical development for sentinel lymph nodemapping. Ann Surg Oncol，2006，13: 1671-1681.

［34］Gao X， et al. In vivo cancer targeting and imaging withsemiconductor quantum dots. Nat Biotechnol， 2004， 22:969-976.

［35］Morton DL，et al. Technical details of intraoperative lymphaticmapping for early-stage melanoma. Arch Surg，1992，127:392-399.

［36］Keshtgar MRS，et al. Axillary dissection over the years: where tofrom here? World J Surg，2001，25: 761-766.

［37］Canavese G，et al. Prognostic role of lymph-node level involvementin patients undergoing axillary dissection for breast cancer. Eur JSurg Oncol，1998，24: 104-109.

［38］Werner JA，et al. The sentinel node concept in head and neckcancer: solution for the controversies in the NO neck? Head Neck，2004，26: 603-611.

［39］Chakera AH，et al. Sentinel node imaging. Curr Med ImagingRev，2006，2( 3) : 341-346.

［40］Alex JC，et al. Gamma-probe-guided lymph node localization inmalignant melanoma. Surg Oncol，1993，2: 303-308.

［41］ Krag DN，et al. Surgical resection and radiolocalization of thesentinel lymph node in breast cancer using a gamma probe. SurgOncol，1993，2: 335-340.

［42］Roca I，et al. Usefulness of sentinel lymph node detection in earlystages of cervical cancer. Eur J Nucl Med Mol Imaging，2005，32: 1210-1216.

［43］Saha S，et al. Sentinel lymph node mapping in colon and rectalcancer: its impact on staging，limitations，and pitfalls. CancerTreat Res，2005，127: 105-122.

［44］Sherif A，et al. Lymphatic mapping and detection of sentinel nodesin patients with bladder cancer. J Urol，2001，166: 812-815.

［45］ Wawroschek F，et al. Prostate lymphoscintigraphy and radioguidedsurgery for sentinel lymph node identification in prostatecancer. Technique and results of the first 350 cases. Urol Int，2003，70: 303-310.

［46］ Ikomi F，et al. Size and surface-dependent uptake of colloidparticles into the lymphatic system. Lymphology，1999，32:90-102.

［47］Ikomi F，et al. Mechanism of colloidal particle uptake into thelymphatic system: basic study with percutaneous lymphography.Radiology，1995，196: 107-113.

［48］Szuba A， et al. The third circulation: radionuclidelymphoscintigraphy in the evaluation of lymphedema. RadionuclideLymphoscintigraphy，2003，44: 43-57.

［49］Islam T，et al. Overview of nanoparticle use in cancer imaging.Cancer Biomark，2009，5: 61-67.

［50］ Hricak H，et al. Imaging prostate cancer: a multidisciplinaryperspective. Radiology，2007，243: 28-53.

［51］Sharma R，et al. Quantitative imaging of lymph function. Am JPhysiol Heart Circ Physiol，2007，292: H3109-H3118.

［52］Weissleder R，et al. Shedding light onto live molecular targets.Nat Med，2003，9: 123-128.

［53］ Kobayashi H，et al. Simultaneous multicolor imaging of fivedifferent lymphatic basins using quantum dots. Nano Lett，2007，7: 1711-1716.

［54］ Frangioni JV. In vivo near-infrared fluorescence imaging. CurrOpin Chem Biol，2003，7: 626-634.

［55］Michalet X，et al. Quantum dots for live cells，in vivo imaging，and diagnostics. Science，2005，307: 538-544.

［56］ Stockwin LH，et al. The role of therapeutic antibodies in drugdiscovery. Biochem Soc Trans，2003，31: 433-436.

［57］Boswell CA，et al. Development of radioimmunotherapeutic anddiagnostic antibodies: an inside-out view. Nucl Med Biol，2007，34: 757-778.

［58］Wu AM，et al. Antibodies for molecular imaging of cancer. CancerJ，2008，14: 191-197.

［59］Machac J，et al. Peptide and antibody imaging in lung cancer.Semin Nucl Med，2002，32: 276-292.

［60］Wu AM. Antibodies and antimatter: the resurgence of immuno-PET. J Nucl Med，2009，50: 2-5.

［61］Gold P，et al. Demonstration of tumor-specific antigens in humancolonic carcinomata by immunological tolerance and absorptiontechniques. J Exp Med，1965，121: 439-462.

［62］Thomson DM， et al. The radioimmunoassay of circulatingcarcinoembryonic antigen of the human digestive system. Proc NatlAcad Sci USA，1969，64: 161-167.

［63］ Duffy MJ. Carcinoembryonic antigen as a marker for colorectalcancer: is it clinically useful? Clin Chem，2001，47: 624-630.

［64］Goldstein MJ，et al. Carcinoembryonic antigen in the staging andfollow-up of patients with colorectal cancer. Cancer Invest，2005，23: 338-351.

［65］Locker GY，et al. ASCO 2006 update of recommendations for theuse of tumor markers in gastrointestinal cancer. J Clin Oncol，2006，24: 5313-5327.

［66］Libutti SK，et al. A prospective study of［18 F］2-fluoro-2-deoxy-D-glucose /positron emission tomography scan， 99mTc-labeledarcitumomab ( CEA-scan) ，and blind second-look laparotomy fordetecting colon cancer recurrence in patients with increasingcarcinoembryonic antigen levels. Ann Surg Oncol，2001，8:779-786.

［67］Willkomm P，et al. FDG PET and immunoscintigraphy with 99mTclabeledantibody fragments for detection of the recurrence ofcolorectal carcinoma. J Nucl Med，2000，41: 1657-1663.

［68］Hong H，et al. Positron emission tomography imaging of prostatecancer. Amino Acids，2009，39: 11-17.

［69］Bander NH. Technology insight: monoclonal antibody imaging ofprostate cancer. Nat Clin Pract Urol，2006，3: 216-225.

［70］Wright GL Jr，et al. Upreg-ulation of prostate-specific membraneantigen after androgen-deprivation therapy. Urology，1996，48:326-334.

［71］Bostwick DG，et al. Prostate specific membrane antigen expressionin prostatic intraepithelial neoplasia and adenocarcinoma: a studyof 184 cases. Cancer，1998，82: 2256-2261.

［72］Sweat SD，et al. Prostate-specific membrane antigen expression isgreatest in prostate adenocarcinoma and lymph node metastases.Urology，1998，52: 637-640.

［73］Perk LR，et al. Quantitative PET imaging of Met-expressinghuman cancer xenografts with 89 Zr-labelled monoclonal antibodyDN30. Eur J Nucl Med Mol Imaging，2008，35: 1857-1867.

［74］ Boccaccio C，et al. Invasive growth: a MET-driven geneticprogramme for cancer and stem cells. Nat Rev Cancer，2006，6:637-645.

［75］ Borjesson PK，et al. Performance of immuno-positron emissiontomography with zirconium-89-labeled chimeric monoclonalantibody U36 in the detection of lymph node metastases in headand neck cancer patients. Clin Cancer Res， 2006， 12:2133-2140.

［76］Kenanova V，et al. Radioiodinated versus radiometal-labeled anticarcinoembryonicantigen single-chain Fv-Fc antibody fragments:optimal pharmacokinetics for therapy. Cancer Res，2007，67:718-726.

［77］Olafsen T， et al. Optimizing radiolabeled engineered antipl85HER2antibody fragments for in vivo imaging. Cancer Res，2005，65: 5907-5916.

［78］Wu AM，et al. Arming antibodies: prospects and challenges forimmunoconjugates. Nat Biotechnol，2005，23: 1137-1146.

［79］Wong JY，et al. Pilot trial evaluating an 123Ⅰ-labeled 80-kilodalton engineered anti-carcinoembryonic antigen antibodyfragment ( cT84. 66 minibody) in patients with colorectal cancer.Clin Cancer Res，2004，10: 5014-5021.

［80］Hu S，et al. Mini-body: a novel engineered anti-carcinoembryonicantigen antibody fragment ( single-chain Fv-CH3 ) which exhibitsrapid，high-level targeting of xenografts. Cancer Res，1996，56:3055-3061.

［81］Olafsen T，et al. Cova-lent disulfide-linked anti-CEA diabodyallows site-specific conjugation and radiolabeling for tumortargeting applications. Protein Eng Des Sel，2004，17: 21-27.

［82］Wong JYC，et al. A phase Ⅰ radioimmunotherapy trial evaluating90 yttrium-labeled anti-carcinoembryonic antigen ( CEA) chimericT84. 66 in patients with metastatic CEA-producing malignancies.Clin Cancer Res，2000，6: 3855-3863.

［83］ Cai W，et al. PET imaging of colorectal cancer in xenograftbearingmice by use of an 18 F-labeled T84. 66 anticarcinoembryonicantigen diabody. J Nucl Med，2007，48:304-310.

［84］Wu AM， et al. High-resolution microPET imaging ofcarcinoembryonic antigen-positive xenografts by using a copper-64-labeled engineered antibody fragment. Proc Natl Acad Sci USA，2000，97: 8495-8500.

［85］Yazaki PJ，et al. Tumor targeting of radiometal labeled anti-CEArecombinant T84. 66 diabody and t84. 66 minibody: comparison toradioiodinated fragments. Bioconjug Chem，2001，12: 220-228.

［86］Sundaresan G， et al. 124Ⅰ-labeled engineered anti-CEAminibodies and diabodies allow high-contrast，antigen-specificsmall-animal PET imaging of xenografts in athymic mice. J NuclMed，2003，44: 1962-1969.

［87］http: / /www. clinicaltrials. gov /ct2 /show/NCT00647153? term =diabody＆rank = 1.

［88］Brown RS，et al. Overexpression of glut-1 glucose transporter inhuman breast cancer. An immunohis-tochemical study. Cancer，1993，72: 2979-2985.

［89］Schoder H，et al. Molecular targeting of the lymphovascular systemfor imaging and therapy. Cancer Metastasis Rev，2006，25:185-201.

［90］Warburg O. On the origin of cancer cells. Science，1956，123:309-314.

［91］Paudyal B，et al. Expression of glucose transporters and hexokinaseⅡ in cholangiocellular carcinoma compared using 18 F-2-fluro-2-deoxy-D-glucose positron emission tomography. Cancer Sci，2008，99: 260-266.

［92］Younes M，et al. Overexpression of Glutl and Glut3 in stage Ⅰ［92］ nonsmall cell lung carcinoma is associated with poor survival.Cancer，1997，80: 1046-1050.

［93］Christofk HR，et al. The M2 splice isoform of pyruvate kinase isimportant for cancer metabolism and tumour growth. Nature，2008，452: 230-233.

［94］Christofk HR，et al. Pyruvate kinase M2 is a phosphotyrosinebindingprotein. Nature，2008，452: 181-186.

［95］American Cancer Society. Facts ＆ Figures 2009，AmericanCancer Society.

［96］Avril N，et al. Breast imaging with positron emission tomographyand fluorine-18 fluorodeoxyglucose: use and limitations. J ClinOncol，2000，18: 3495-3502.

［97］Palmedo H，et al. Comparison of fluorine-18 fluorodeoxyglucosepositron emission tomography and technetium-99mmethoxyisobutylisoni-trile scintimammography in the detection ofbreast tumours. Eur J Nucl Med，1997，24: 1138-1145.

［98］Wahl RL，et al. Primary and metastatic breast carcinoma: initialclinical evaluation with PET with the radiolabeled glucoseanalogue 18 F-2-fludfo-2-deoxy-D-glucose. Radiology，1991，179:765-770.

［99］Adler LP，et al. Axillary lymph node metastases: screening with18 F-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose ( FDG) PET. Radiology，1997，203: 323-327.

［100］Greco M，et al. Axillary lymph node staging in breast cancer by

18 F-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose-positron emission tomography:clinical evaluation and alternative management. J Natl CancerInst，2001，93: 630-635.

［101］Smith IC，et al. Staging of the axilla in breast cancer: accurate invivo assessment using positron emission tomography with 18 F-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose. Ann Surg，1998，228: 220-227.

［102］Utech CI， et al. Prospective evaluation of fluorine-18fluorodeoxyclucose positron emission tomography in breast cancerfor staging of the axilla related to surgery andimmunocytochemistry. Eur J Nucl Med，1996，23: 1588-1593.

［103］Eubank WB， et al. Detection of locoregional and distantrecurrences in breast cancer patients by using FDG-PET.Radiographics，2002，22: 5-17.

［104］Kao CH， et al. Comparison and discrepancy of 18 F-2-deoxyglucose positron emission tomography and 99m Tc-MDP bonescan to detect bone metastases. Anticancer Res，2000，20:2189-2192.

［105］Kostakoglu L，et al. 18 F-FDG-PET evaluation of the response totherapy for lymphoma and for breast，lung，and colorectalcarcinoma. J Nucl Med，2003，44: 224-239.

［106］Borkar S，et al. 18 F-FDG uptake in cutaneous metastases frombreast cancer. Clin Nucl Med，2008，33: 488-489.

［107］Evilevitch V，et al. Reduction of glucose metabolic activity ismore accurate than change in size at predicting histopathologicresponse to neoadjuvant therapy in high-grade soft-tissuesarcomas，Clin Cancer Res，2008，14: 715-720.

［108］ Brepoels L，et al. PET scanning and prognosis in Hodgkin'slymphoma. Curr Opin Oncol，2008，20: 509-516.

［109］Gayed I，et al. The role of 18 F-FDG-PET in staging and earlyprediction of response to therapy of recurrent gastrointestinalstromal tumors. J Nucl Med，2004，45: 17-21.

［110］Dose Schwarz J， et al. Early prediction of response tochemotherapy in metastatic breast cancer using sequential 18 FFDG-PET. J Nucl Med，2005，46: 1144-1150.

［111］Zeisel SH. Dietary choline: biochemistry， physiology， andpharmacology. Annu Rev Nutr，1981，1: 95-121.

［112］Podo F. Tumour phospholipid metabolism. NMR Biomed，1999，12: 413-439.

［113］ Cimitan M，et al. 18 F-fluorocholine PET /CT imaging for thedetection of recurrent prostate cancer at PSA relapse: experiencein 100 consecutive patients. Eur J Nucl Med Mol Imaging，2006，33: 1387-1398.

［114］Langsteger W，et al. The role of fluorodeoxyglucose，18 Fdihydroxyphenylalanine，18 F-choline，and 18 F-fluoride in boneimaging with emphasis on prostate and breast. Semin Nucl Med，2006，36: 73-92.

［115］Reske SN，et al. Imaging prostate cancer with 11 C-choline PET /CT. J Nucl Med，2006，47: 1249-1254.

［116］Beheshti M，et al. The use of 18 F-choline PET in the assessmentof bone metastases in prostate cancer: correlation withmorphological changes on CT. Mol Imaging Biol，2009，11: 446-454.

［117］Kotzerke J， et al. Carbon-11 acetate positron emissiontomography can detect local recurrence of prostate cancer. Eur JNucl Med Mol Imaging，2002，29: 1380-1384.

［118］ Kotzerke J，et al. Experience with carbon-11 choline positronemission tomography in prostate carcinoma. Eur J Nucl Med，2000，27: 1415-1419.

［119］ Kotzerke J，et al. PET for prostate cancer imaging: still aquandary or the ultimate solution? J Nucl Med，2002，43:200-202.

［120］Hara T，et al. PET imaging of prostate cancer using carbon-11-choline. J Nucl Med，1998，39: 990-995.

［121］Picchio M， et al. Value of 11C-choline-positron emissiontomography for re-staging prostate cancer: a comparison with18 F-fluorodeoxyglucose-positron emission tomography. J Urol，2003，169: 1337-1340.

［122］Roivainen A，et al. Blood metabolism of methyl- 11C-jcholine:implications for in vivo imaging with positron emissiontomography. Eur J Nucl Med，2000，27: 25-32.

［123］ Yamaguchi T，et al. Prostate cancer: a comparative study of11C-choline PET and MR imaging combined with proton MRspectroscopy，Eur J Nucl Med Mol Imaging，2005， 32:742-748.

［124］Rinnab L，et al. 11C-Choline PET /CT for targeted salvage lymphnode dissection in patients with biochemical recurrence afterprimary curative therapy for prostate cancer. Preliminary results ofa prospective study. Urol Int，2008，81: 191-197.

［125］Blau M，et al. Fluorine-18: a new isotope for bone scanning. JNucl Med，1962，3: 332-334.

［126］Narita N，et al. Distribution of fluoride concentration in the rat'sbone. Calcif Tissue Int，1990，46: 200-204.

［127］Hsu WK，et al. Characterization of osteolytic，osteoblastic，andmixed lesions in a prostate cancer mouse model using 18 F-FDGand 18 F-fluoride PET /CT. J Nucl Med，2008，49: 414-421.

［128］Even-Sapir E，et al. The detection of bone metastases in patientswith high-risk prostate cancer: 99mTc-MDP Planar bonescintigraphy，single-and multi-field-of-view SPECT，18 F-fluoridePET，and 18 F-fluoride PET /CT. J Nucl Med，2006，47:287-297.

［129］Contag CH，et al. Advances in in vivo bioluminescence imagingof gene expression. Annu Rev Biomed Eng，2002，4: 235-260.

［130］Hogemann D，et al. “Seeing inside the body”: MR imaging ofgene expression. Eur J Nucl Med Mol Imaging，2002，29:400-408.

［131］Groot-Wassink T， et al. Adenovirus biodistribution andnoninvasive imaging of gene expression in vivo by positronemission tomography using human sodium/iodide symporter asreporter gene. Hum Gene Ther，2002，13: 1723-1735.

［132］Lamberts SW， et al. Somatostatin-receptor imaging in thelocalization of endocrine tumors. N Engl J Med，1990，323:1246-1249.

［133］Wong DF，et al. Positron emission tomography reveals elevatedD2 dopamine receptors in drug-naive schizophrenics. Science，1986，234: 1558-1563.

［134］Gambhir SS，et al. A mutant herpes simplex virus type 1thymidine kinase reporter gene shows improved sensitivity forimaging reporter gene expression with positron emissiontomography. Proc Natl Acad Sci USA，2000，97: 2785-2790.

［135］Tjuvajev JG，et al. Comparison of radiolabeled nucleoside probes( FIAU，FHBG，and FHPG) for PET imaging of HSVl-tk geneexpression. J Nucl Med，2002，43: 1072-1083.

［136］Brakenhielm E，et al. Modulating metastasis by a lymphangiogenicswitch in prostate cancer. Int J Cancer，2007，121: 2153-2161.

［137］Johnson M，et al. MicroPET /CT monitoring of herpes thymidinekinase suicide gene therapy in a prostate cancer xenograft: theadvantage of a cell-specific transcriptional targeting approach.Molecular Imaging，2005，4: 463-472.

［138］Scattoni V，et al. Detection of lymph-node metastases withintegrated 11C-choline PET /CT in patients with PSA failure afterradical retropubic prostatectomy: results confirmed by openpelvic-retroperitoneal lymphadenectomy. Eur Urol，2007，52:423-429.