植物活性成分对鼠类的毒性试验给药途径和方法

三、植物活性成分对鼠类的毒性试验给药途径和方法

在鼠类的毒性试验中，为了观察药物对动物机体功能、代谢及形态引起的变化，需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验用鼠的种类和药物剂型等情况确定。

1.给药途径

常用的给药途径有经口给药（口服、灌胃）、皮下注射、腹腔注射和静脉注射。另外还有脑内给药、直肠内给药、经皮肤给药等给药方法。选择给药途径应考虑到将来实际应用中的给药途径问题，这样可以提高实验结果的参考价值。

选择给药途径的依据如下：

（1）根据药物的性质选择给药途径：经口给药是最常见的给药途径；具有刺激性的药物不适于皮下、肌肉和腹腔注射，只能经口给药或静脉注射，显然经口给药比静脉注射更为简便。粗制型或水不能溶解的药物经口给药较适宜，遇有在消化道破坏或吸收不好的药物则应注射给药。

（2）根据实验要求选择给药途径：要求药物作用出现快的时候可采用注射途径（腹腔、静脉），要使药物的作用相对延长时间，可注射原溶液或混悬液；如果实验目的只是进行该药物对鼠的毒性理论研究，给药途径无限制，如果考虑将该药物用于灭鼠药剂的研制而进行毒性试验，则必须经口给药。

（3）根据药物剂型选择给药途径：水溶液可采用任何给药途径，油溶液可经口给药，如果注射时，一般可用肌肉注射，小鼠可采用皮下注射，但要注意给药部位是否完全吸收。

2.给药方法

（1）经口给药法：有口服和灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠等，口服法即将药物混入饲料中或溶于饮水中任动物自由摄取。此法简单，也不会因操作失误而导致动物死亡。但由于动物的状态和嗜性的不同，饮水和饲料的摄取量不同，一般很难准确掌握给药量，另外，室温下易分解物质的给药，小量被检物质的给药，都很难准确平均添加。为保证准确掌握给药量，则常用灌胃法。灌胃法由于能掌握给药时间，故能记录发现症状的时间经过。灌胃法与添加给药方式相比，每天除给药耗费时间以外，还对动物造成—定程度的机械和心理的影响，要减少这些不良影响，有必要充分掌握灌胃技术。现在有各种不同型号的灌胃针头可把药物直接送到动物胃内，注意针头顶端小球的设计应大于所用动物的气管直径，这样药物便不能投入到肺内。

①小鼠：用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头部皮肤，以无名指或小指将尾巴紧压在掌上，使腹部朝上，头部向上有一个倾斜度，右手取注射器进行灌胃。先从小鼠口角插入口腔内，然后用灌胃管压其头部，使口腔与食道成—直线，再将灌胃管沿上颚壁轻轻进入食道，当灌胃管继续经口进入时，稍感有抵抗，此位置相当于食道通过膈肌的部位，把灌胃管伸到底，使其达胃，如此时动物安静，呼吸无异常，可将药物注入。如小鼠挣扎或遇有阻力应抽出灌胃管再试插之，若强行操作，会损伤食道或膈肌，造成小鼠死亡。在注入药物之后，轻轻地将管子抽回。如插入气管注射后动物立即死亡。此种灌胃方法的要点是：动物要固定好；头部和颈部保持很平；进针方向正确；操作时不宜粗暴。

②大鼠：大鼠灌胃方法与小鼠相似。只是大鼠灌胃针头比小鼠的略粗一些。抓取大鼠时，除将左手拇指和食指抓住两耳和头部皮肤外，其他三指要抓住背部皮肤，将大鼠抓持在手掌内。在进行灌胃时，首先将灌胃管放在门齿与臼肉间的裂隙，使灌胃管沿着口腔上部向后达到喉头，在将灌胃管送入食管之前，让大鼠吞咽，如果大鼠不吞咽，轻轻转动管子刺激吞咽动作。注意左手不要抓得太紧，以免颈部皮肤向后拉，勒住食管，灌胃针不易插直或容易损伤食管。为防止插入气管，可将注射器的内栓轻轻回抽一下。证实没有空气逆流后注药。

③豚鼠：豚鼠灌胃时，助手以左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部和后腿一起固定，在右手的拇指和食指间夹住两前腿固定之。术者右手所持的豚鼠用灌胃管沿动物上颚壁滑行插入食道，进而插入胃内灌药。也可用木制开口器，把导尿管通过开口器中央的孔插入胃内。上述两种方法皆需回抽证实注射器内无空气时才能慢慢注入药液，最后需注入生理盐水2mL，将管内残留的药液冲出，以保证投药剂量的准确。

若给固体药物时，把豚鼠放在金属网上，以左手掌从背部握住豚鼠的头颈部而固定之，以拇指和食指压迫其口角部使口张开，用镊子夹住固体药物，放进豚鼠舌根部的凹处，使动物迅速开口而咽下；当证实咽下后即放开手。

现将几种鼠一次灌胃能耐受的最大容积列于表3-3，以供参考。

表3-3　几种鼠一次灌胃能耐受的最大容积

（2）注射给药法：

①皮下注射：皮下注射较为简单，一般取背部及后腿皮下，小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。熟练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以具习惯向前方移动，在此状态下，易将注射针刺入背部皮下，注射药物。此法可用于大批量注射，注射药量0.1～0.3mL／kg。

豚鼠、大鼠等背部皮肤较厚，注射器针头不易进入，硬进容易折断针头，因此给它们注射时不应选用背部皮肤。一般豚鼠在后大腿内侧；大鼠可在左侧下腹部。

②皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。将动物注射部位的毛剪去，酒精消毒，用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入，随之慢慢注入一定量的药液。当药液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起橘皮样小泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内；如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。

③肌肉注射：此法比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。注射时，应选择动物肌肉发达部位注射。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过0.1mL。

④腹腔注射：小白鼠腹腔注射时，左手固定好动物，将腹部朝上，右手将注射器的针头在下腹部腹白线稍向左的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后，再向前进针3～5mm接着使注射针与皮肤呈45°角刺入腹肌，针头通过腹肌后抵抗消失，在此处保持针尖不动的状态下，回抽针栓，如无回血或尿液，再以一定的速度轻轻注入药液。如注射针一下子刺入腹腔内深部或摆动针头时，可能刺伤内脏，或注射液从穿刺部位漏出来。为避免刺伤内脏，可将动物头部放低，使脏器移向横膈处。小鼠的一次注射量为10～20mL／kg（体重）。大鼠腹腔注射与小鼠相同。注射量为10～20mL／kg（体重）。

⑤静脉注射：根据鼠的种类选择注射血管的部位。一般选择容易插入注射针的血管。因为是通过血管内给药，所以只限于液体药物，如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。

大小鼠一般多用尾静脉，注射前先将动物装入固定盒内固定好，使其尾巴露出，尾部用45～55℃温水浸泡1～2min或用75%酒精棉球擦之，便血管扩张，以使表皮角质软化，以无名指和食指捏住尾根部的左右侧，使血管更加扩张，尾部静脉显得更清楚，以无名指和小指夹住尾端部，以中指从下面托起尾巴，以使尾巴固定，用4号针头从左右两静脉注入。针头在尾静脉内平行推进少许，左手的三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾—起捏住，以防动物活动时针头脱出。如针确已在血管内，则药液进入无阻，否则隆起发白出现皮丘，可拔出针头再移向前插入。注射完毕后，随即用左手拇指按住注射部位，右手放下注射器，取一棉球裹住注射部位并轻轻揉压，使血液和药液不致流出。需反复静脉注射时，尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动注射；一次注射量为5～10mL／kg（体重）。

尾静脉注射的要点是：注射前尾静脉尽量充血；要用较细的针头；针头刺入后，一定要使其与血管走向平行；当针头进入顺利无阻时，必须把针头和鼠尾—起固定好，不要晃动，以免出血造成血肿或溶液溢出；注射部位尽量选用尾静脉下1／3处，因此处皮薄，血管较易注入。

大鼠尚可切开皮肤注射于股静脉或颈外静脉，但需麻醉进行。

（3）经皮肤给药法：为了鉴定药物经皮肤的吸收作用，局部作用，致敏作用等，均需采用经皮肤给药方法。

大、小鼠可采用浸尾方式经皮给药，主要目的是定性地判断药物的经皮肤吸收作用。先将动物放入特制的固定盒内，露出尾巴，继之将尾巴通过小试管软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡2～6h，并观察其中毒症状。如果是毒物，实验时要特别注意，避免因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒。为此，要将试管的软木塞塞紧，必要时可将受检液表面加上一层液体石蜡。为了完全排除吸入的可能性，可在通风橱的壁上钻一个相当于尾根部大小的小孔，将受检液置于通风橱内，动物尾巴通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。

豚鼠经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背部皮肤。选定部位后，脱去被毛，洗净脱毛剂，然后归笼待24h（或过夜）后使用；脱毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。次日，仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的创口及有无炎症、过敏等现象，如有，应暂缓使用，待动物完全恢复。如皮肤准备合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林，胶布固定封严，用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物，塞紧罩柄上口，待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后解开（一般2～6h），然后将皮肤表面仔细洗净，观察时间视实验需要而定。