给药途径和方法

在动物实验中，需将药物给入动物体内，才能观察实验动物对药物的反应。给药的途径和方法多种多样，可以根据实验目的、实验动物种类、敏感程度等情况而定。

（一）动物的皮内注射

此法常用于观察皮肤血管的通透性变化及观察皮内反应，多用于接种实验、致敏实验等。

1．小鼠的皮内注射　通常选用背部脊柱两侧的皮肤。用脱毛剂脱去注射部位的被毛并洗净。注射时，先用酒精棉球消毒注射部位，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持带有5号针头的注射器，使针孔朝上与皮肤呈30°角刺入皮下，然后将针头向上挑起并稍刺入，即可注射。注射后，由于表皮与真皮之间的结构致密，可见皮肤表面马上会鼓起，形成橘皮样白色小皮丘，同时因注射部位局部皮肤缺血呈苍白色，皮肤上的毛孔极为明显。注射5min后再拔出针头，否则药液会从针孔漏出。此小泡如不很快消失，则证明注射液确实注入皮内；若很快消失，则可能注射在皮下，应重换部位注射。通常小鼠皮内一次注射量最多不得超过0．05ml。雄性动物皮肤紧密，皮内注射时较雌性动物难度大。

2．大鼠的皮内注射　通常选用背部脊柱两侧的皮肤。操作时，先用脱毛剂将注射部位的被毛脱去、用碘伏局部消毒，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持带有4号针头的注射器，将针头与皮肤呈30°角刺入皮下，然后使针头向上挑起并稍刺入，即可注射。注射后，可见皮肤表面鼓起一小丘。注射5min后再拔出针头，以防药液从针孔漏出。大鼠一次注射量为0．1ml。由于雄性大鼠比雌性大鼠皮肤紧密，注射难度较大，所以皮内注射通常选择雌性大鼠进行。

3．豚鼠的皮内注射　一般选用背部脊柱两侧皮肤。先剪去注射部位的被毛，然后再用脱毛剂除毛，第2天用碘伏消毒注射部位。注射时，先用左手将皮肤提起，右手持带有5号针头的注射器，使针头与皮肤呈30°角，沿皮肤浅表层刺入皮肤内，缓缓注入药液。豚鼠一次注射量为0．1ml。

4．家兔的皮内注射　一般选用背部脊柱两侧的皮肤。注射的前一天先用剪刀将注射部位的被毛剪去，再用脱毛剂脱毛。第2天用碘伏消毒注射部位，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持带有6号针头的注射器，使针头与皮肤呈30°角，沿皮肤浅表层刺入皮肤内。进针要浅，避免进入皮下。随后慢慢注入一定量的药液，注射时会感到有很大阻力。当药液进入皮内时，可见到注射部位的皮肤表面马上会鼓起，形成小丘，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。此小丘如不很快消失，则证明药液注在皮内，注射正确。为保证药物不外漏，注射5min后再拔针头。家兔一次注射量约0．1ml。

（二）动物的皮下注射

针头进入皮下（真皮下），若针头能自由拨动无牵阻，注入注射液后形成小泡，则表明注入皮下无误。由于皮下组织疏松，注射的药液很快扩散，一定时间小泡可消失。注射液也不易由针孔渗出。

1．小鼠、大鼠的皮下注射　通常选用小鼠的颈背部皮肤、大鼠在左侧下腹部或后腿皮肤处注射。操作时，先用碘伏消毒注射部位的皮肤，再用左手将皮肤提起，右手持连有6号针头的注射器，先沿体轴方向使针头与皮肤成一定角度刺入皮肤，再沿体轴方向将注射针推进5～10mm。把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下。然后轻轻回抽，如无回流物，即可缓缓注入药物。注射后，缓慢拔出注射针，稍微用手指压一下针刺部位，以防止药液外漏。小鼠皮下一次注射量为0．5～1．0ml/只。大鼠的一次注射量不超过1ml/100g体重。

2．豚鼠的皮下注射　通常在豚鼠皮下脂肪较少的大腿内侧面注射。操作时，由助手将豚鼠固定在手术台上，操作者左手固定后肢，并充分提起皮肤。右手持带有6号针头的注射器，以45°角将注射针头刺入皮下。确定针在皮下后缓缓注入药液。注射完毕后，用手指压住并轻揉刺入部位少许时间。

3．家兔的皮下注射　一般选用家兔的背部皮肤或者腿部皮肤。注射时，先用碘伏消毒注射部位的皮肤，然后用左手拇指及中指将注射部位的皮肤提起，使成一皱褶，右手持连有6号针头的注射器自皱褶下刺入。如果确认在皮下时，松开皱褶，将药液注入。家兔一次给药量为1．0～3．0ml/只。

4．犬的皮下注射　一般选用颈部及背部皮下进行注射。注射时，将针头直接刺入颈部或背部的皮肤与肌肉之间。

5．猫的皮下注射　选用臀部，注射方法基本同家兔。注射时，将臀部皮肤提起，把注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。可同时对左右臀部进行药物注射。

6．猴的皮下注射　常选用猴的颈后部、腰背部皮肤进行注射。注射时，先对注射部位的皮肤进行消毒，然后用左手拇指及中指将皮肤提起，使成一皱褶，并用示指压皱褶的一端，使成为三角形，增大皮下空隙。右手持注射器，自皱褶下刺入。如果确认在皮下时，松开皱褶，将药液注入。猴的一次给药量为1．0～3．0ml/只。

（三）动物的肌肉注射

给动物注射不溶于水而溶于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射部位，要选择肌肉丰满或无大血管通过的肌肉，一般选用臀部。一般猫、犬等大动物采用此法。

1．小鼠、大鼠的肌肉注射　因为小鼠、大鼠的后肢肌肉较少，一般不作肌肉注射。如有特殊情况需要进行肌肉注射时，由助手将动物进行固定后，操作者持连有6号针头（小鼠）或5号针头（大鼠）的注射器，将针头刺入大腿内侧或者外侧肌肉，将药液注入。小鼠一侧用药量不超过0．1ml；大鼠一侧用药量不超过0．5ml。

2．豚鼠的肌肉注射　注射部位一般选用后肢大腿外侧肌肉。注射时先让助手将豚鼠固定在实验台上，实验者用碘伏将注射部位消毒后，持连有5号针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，缓缓将药液注入。每只成年豚鼠的一侧后肢用药量不超过0．5ml。

3．家兔的肌肉注射　一般适用臀部肌肉。注射时，由助手固定动物。操作者剪去臀部注射部位的被毛，碘伏消毒后，右手持带6号针头的注射器，使针头与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中。注射药液之前，要先回抽针栓，如无回血，则可注入药液。

4．犬的肌肉注射　一般选用臀部、大腿部或者颈部的肌肉。将犬进行固定，剪去注射部位的被毛，碘伏消毒，然后持带有6号注射针头的注射器，以60°角插入肌肉中，回抽针栓，如无回血，即可将药液慢慢注入。注射完毕后，用手轻轻按摩注射部位，帮助药物吸收。

5．猴的肌肉注射　一般选用前肢肱二头肌和臀部肌肉进行肌肉注射。首先让助手将猴固定，将注射部位被毛剪去，碘伏消毒后，右手持连有6号针头的注射器，使注射针头与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中。为避免药物进入血管，应回抽针栓，如无回血，则可缓慢注入药液。

6．猫的肌肉注射　一般选用臀部肌肉。首先让助手将猫固定在操作台上，腹部朝上，将臀部注射部位被毛剪去，碘伏消毒后，右手持连有6号针头的注射器，使注射针头与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中。然后回抽针栓，如无回血，则可缓慢注入药液。一侧肌肉注射量不超过0．8ml。

（四）动物的腹腔注射

药物注入腹腔内即扩散，且注射液也不易渗出。小鼠、大鼠常用此法。为避免药液误注入脏器和血管内，腹腔注射时应靠下腹外侧进针。

1．小鼠、大鼠的腹腔注射　固定动物，使腹部向上并伸展。右手持连5号针头的注射器，在距离下腹部腹中线稍左或右1cm的位置将针头刺入皮肤。针头到达皮下后，继续向前进针3～5mm，再以45°角刺入腹腔，针尖通过腹肌后抵阻力消失。固定针尖，缓缓注入药液。为避免刺破内脏，可将动物头部放低，尾部提高，使脏器移向头部方向。小鼠的一次注射量为0．1～0．2ml/10g体重（图2－29）；大鼠的一次注射量为1．0～2．0ml/100g体重（图2－30）。

图2－29　小鼠的腹腔注射

图2－30　大鼠的腹腔注射

2．豚鼠、兔的腹腔注射　由助手固定好动物，使其腹部向上，同时头部放低腹部抬高，右手持连有5号针头的注射器，在距离下腹部腹中线稍偏左或右的位置将针头水平刺入皮下组织后，继续向前进针约1cm，然后翘起针尾，斜向深部刺入腹肌。针尖通过腹肌后阻力消失，回抽无液体或气体后，缓缓注入药液。豚鼠的一次注射量不超过4．0ml；兔的一次注射量为5．0～10ml。

（五）动物的静脉注射

1．小鼠、大鼠的尾静脉注射　小鼠、大鼠的尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在固定器内，使尾巴外露，尾部用45～50℃的温水浸泡30s或用75%酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，然后将尾部向左或向右拧转90°角，使一侧尾静脉朝上。以左手中指和示指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用无名指从下面托起尾巴，以拇指和小指夹住尾巴的末梢。右手持连有5号针头的注射器，尽量使针头与静脉平行，从距尾尖2～3mm（小鼠）或3～4mm（大鼠）处进针，先缓注少量药液，如有白色皮丘出现，说明未刺入血管，应重新移动针头再次穿刺；如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手把针头和鼠尾一起固定好，解除对尾根部的压迫后，便可缓缓注入药液。一次注射量为0．05～0．25ml/10g体重（小鼠）或0．5～1．0ml/100g体重（大鼠）。注射完毕后把尾巴向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从尾末端开始，逐步向尾根部方向移动注射（图2－31）。

2．大鼠的阴茎静脉注射　阴茎静脉注射为一种常用的雄性大鼠给药方法。将大鼠麻醉后仰卧或侧卧，翻开包皮，拉出阴茎，背侧阴茎静脉非常粗大、明显。操作时，左手固定好阴茎，右手持连有针头的注射器，沿皮下直接进行穿刺。

图2－31　大鼠的尾静脉注射

3．豚鼠的静脉注射

（1）耳缘静脉注射：由助手将豚鼠固定好，操作者拔去注射部位的被毛，用酒精棉球轻轻擦拭耳外缘，用手指轻弹或轻揉鼠耳，使静脉充血。用左手示指和中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指及小指垫在耳下面。待静脉充分暴露后，右手持带有6号针头的注射器，从远心端平行方向刺入血管内1cm。刺入后回抽注射器，如有回血，放松对耳根处血管的压迫，固定针头，缓缓注入药物。注射后用棉球压迫针眼数分钟，以防流血。每只豚鼠一次注射量不超过2ml（图2－32）。

（2）外跖静脉注射：由助手将豚鼠固定好，操作者抓住膝关节，使后肢伸展。剪去注射部位的被毛，用酒精棉球消毒后，可见粗大的外侧静脉，右手持带有6号针头的注射器，沿向心方向平行刺入血管内。

图2－32　豚鼠的耳缘静脉注射

4．兔的静脉注射　家兔一般采用耳缘静脉注射。注射时，将兔置于固定盒内，拔去注射部位的毛，用酒精棉球轻轻擦拭耳部外缘，静脉即明显可见。用左手示指和中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指及小指垫在耳下面，用右手指轻弹或轻揉兔耳，使静脉充分暴露。然后用右手持带有6号针头的注射器，也可持头皮针从远心端平行血管刺入。回抽注射器，有血回流则表明已刺入，即可用手指固定针头，缓慢注入药液。由耳尖部静脉注射，若失败，再逐步向耳根方向移动，重新注射。注射完毕后拔出针头时，要用棉球压迫针眼并持续数分钟，以防出血使注射药物渗出（图2－33）。

5．犬的静脉注射　注射部位主要有前肢内侧头静脉、后肢外侧小隐静脉、前肢内侧正中静脉、后肢内侧大隐静脉等。

（1）前肢内侧头静脉注射：此静脉在前肢内侧面皮下，靠前肢内侧外缘行走，比后肢小隐静脉粗一些，而且比较容易固定。因此一般犬做静脉注射时常用此静脉。其注射方法与后肢小隐静脉注射方法相同。

图2－33　兔的静脉注射

（2）前肢内侧正中静脉注射：此静脉位于前肢内侧面皮下，正中位置，向上延伸至肱静脉。此血管位置偏深，注射时有时需要切开皮肤。注射方法同后肢小隐静脉的注射方法。

（3）后肢外侧小隐静脉注射：此静脉在后肢胫部下1/3处的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。由助手将犬固定好，将注射部位被毛剪去，用碘伏、酒精消毒皮肤后，用止血带绑在犬股部，即可明显看到此静脉。实验者右手持连有6号针头的注射器，针头与血管平行刺入静脉，回抽针筒，如果有回血，即放松对静脉近心端的压迫，并将针头顺血管再刺进少许，然后以左手将针头固定好，右手即可慢慢将药物注入静脉。此法注射的关键是要很好地固定静脉，因为此静脉只隔一层皮肤，浅而易滑动，注射时针头刺入不可过深，方向一定与血管平行。

（4）后肢内侧大隐静脉注射：位于后肢内侧面皮下的正中位置，向上延伸至股部中段，归于股静脉。后肢内侧大隐静脉和小隐静脉一样，也属于浅层静脉。注射方法同后肢小隐静脉的注射方法。

6．猴的静脉注射　常选用前肢桡静脉注射或后肢外侧皮下静脉注射，方法同犬的静脉注射方法。

7．猪的耳缘静脉注射　注射方法同家兔，猪耳缘静脉比家兔的更粗大，更易于注射。

8．猫的静脉注射　常选用前肢内侧头静脉注射或后肢外侧小隐静脉注射，方法同犬。

（六）动物的经口给药

1．自动口服给药　自动口服给药是指将药物添加到饲料或饮水中，让动物自动采食的方法。这种方法容易操作，但是由于受动物饮水和饲料的摄入量影响，药量不易控制。

2．固体药物的投入　给固体药物时，把动物如豚鼠、犬、猫、猴固定后，用手掰开上下颌，用镊子将固体药物送入动物的舌根部，让其自动吞咽。

3．灌胃　灌胃是借助器械将药物直接灌入动物胃内的方法。这种方法能够准确控制给药剂量，是动物实验中常用的给药方法，但是如果操作不当可导致动物损伤甚至死亡。

（1）小鼠、大鼠的灌胃：固定动物使其腹部向上，右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测量口角至最后肋骨之间的长度，作为灌胃针的插入深度。然后将灌胃针头从鼠口角插入口腔内，轻压其舌部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食管。如动物安静呼吸无异常，即可注入药液。如很通畅，则说明针头确已进入胃内；如果不通畅，动物挣扎或者发生呕吐，则表示针头没有进入胃内，应抽出灌胃针重新插入（图2－34）。小鼠的一次灌胃量为0．1～0．3ml/10g体重。大鼠的一次灌胃量为1～2ml/100mg体重。

小鼠、大鼠用灌胃器由注射器针筒和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长6～ 8cm，直径约1．2mm。灌胃针针头端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食管的生理弯曲度走向。

图2－34　小鼠的灌胃

对小鼠或者大鼠进行灌胃时应注意以下几点：①固定好动物，并使其头部和颈部保持成直线；②进针方向正确，一定要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内；③决不可进针不顺就硬向里插，如果药液进入气管内，动物会立即死亡；④操作宜轻柔，防止损伤食管。

灌胃针插入深度，小鼠一般为3～4cm，大鼠为4～6cm。

（2）豚鼠的灌胃：由助手将豚鼠固定好，实验者放置木制开口器，将导尿管插入开口器小孔，然后沿豚鼠上腭壁插入食管进入胃内。将导尿管的外端浸入水中，如有气泡产生逸出，说明误插入气管，必须拔出重插。确定正确插入胃内后，将注射器连于导尿管后慢慢推入药液。最后注入生理盐水2ml，将管内残留的药液冲入，以保证投药量的准确（图2－35）。灌胃结束后，先拔出导尿管，再拿出开口器。导尿管插入深度一般为5cm。豚鼠的一次灌胃量为1．6～2．0ml/100g体重。

图2－35　豚鼠的灌胃

也可使用大鼠灌胃器对豚鼠进行药物灌注，灌胃针插入深度为4～6cm。

（3）兔的灌胃：由助手固定家兔，操作者将开口器横放在家兔上下颌之间，固定于舌之上，然后将14号导尿管经开口器中央小孔插入，沿上腭壁慢慢插入食管15～18cm。在给药前先检验导尿管是否正确插入胃中，可将导尿管外口端放入清水杯中，如无气泡产生，证明已完全插入胃中，可注入药液。为保证管内药液全部进入胃内，药液推完后再注入清水10ml，随后捏紧导尿管外口，抽出导尿管，取出开口器（图2－36）。每只家兔一次的最大灌胃量为80～150ml。

（4）犬的灌胃：将犬固定好，用绷带绑住犬嘴，左手握住犬嘴部，右手持直径合适的导尿管，用温水湿润导尿管后，用右手中指将犬右侧的嘴角轻轻翻开，摸到最后一对大臼齿，齿后有一空隙，中指固定在这空隙处，然后用右手拇指和示指将导尿管插入此空隙，并顺食管方向送入。如果导尿管送入顺利，将胃管送入约20cm时，不要再插；如果插入不顺利，犬发生挣扎时，应拔出重插。如要检查导尿管是否正确插入胃内，可用装有温水的注射器由导尿管口试注一下，若水不从犬嘴流出，注射又很通畅，即可将药液经导尿管慢慢注入（图2－37）。犬能耐受的一次最大灌胃量为200～250ml。

图2－36　家兔的灌胃

图2－37　犬的灌胃

（5）猴的灌胃：首先将猴进行固定，掰开猴嘴，将橡皮管慢慢插入食管，确认进入胃内后，即可灌注药液。

（6）猪的灌胃：将猪固定，让其咬住开口器，由小孔插入食管，经口腔慢慢插入胃内。此种操作较为简便。

（7）猫的灌胃：首先将猫进行固定，将开口器放入上下腭之间，此时动物自然会咬住开口器。操作者用左手抓住猫嘴，稍加用力固定开口器，然后右手持14号导尿管，由开口器中央小孔插入，将导尿管经口沿上颌后壁慢慢送入食管内。动作要轻柔，防止插入气管。导尿管插入后，用一根细线在导尿管外口试一下有无呼吸气流，如无，即表示已进入胃内，连接装有药液的注射器，慢慢将药液灌入胃内。

（七）动物的皮肤给药方法

为了鉴定药物或者毒物经皮肤的吸收效果、对皮肤的局部作用、致敏作用和光感作用等，应选择皮肤给药。

1．小鼠、大鼠的皮肤给药　小鼠、大鼠可采用浸尾方式经尾部皮肤给药，主要目的是定性地判断药物经皮肤的吸收作用。先将动物放入固定架内，露出尾巴，然后将鼠尾通过小试管的软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡2～6h（视药物的毒性及作用效果而定），观察其药物反应。如果药物的毒性较大，实验时要特别注意，避免人员因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒。因此，要将试管的软木塞塞紧，必要时可在受检液表面加上一层液体石蜡。为了完全排除吸入的可能性，可在通风橱的壁上钻一个相当于鼠尾根部大小的小孔，将受检液置于通风橱内，动物尾巴通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。

2．豚鼠、家兔的皮肤给药　豚鼠及家兔经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背部皮肤。选定部位后，用脱毛剂脱去被毛（注意不要损伤皮肤），然后洗净脱毛剂，放回笼内，至少24h后才可使用。次日，仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的创口、有无炎症及过敏等现象。如有，应暂缓使用。待动物皮肤完全恢复至合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林、胶布固定封严。用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物，塞紧罩柄上口。待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后解开（一般2～6h），然后将皮肤表面仔细洗净。如果是一般的药物（如软膏、化妆品），可直接涂布在皮肤上，药物与皮肤接触的时间应根据药物性质和实验要求而定。

（八）动物的脑内注射

本法常用于微生物学实验。将病原体培养液接种于动物脑内，观察接种后的各种变化。

1．小鼠、大鼠的脑内注射　先将其额区消毒，操作者用左手拇指及示指抓住鼠两耳和头皮，并固定好动物，在两耳连线和两眼前缘连线的中间，也就是两眼窝后缘连线稍偏正中线的头盖部，用右手持注射针，直接由额部区中垂直刺入脑2～3mm，缓缓注入药物。

2．兔和豚鼠的脑内注射　在麻醉下进行，注射部位与鼠的脑内注射部位相同，局部剪毛后消毒，在穿孔部位用刀切开皮肤1～2mm，用钻头钻孔后，将注射针垂直刺入5mm左右，缓慢注入药液，然后缝合皮肤。