脂质体的质量评价

第二节　脂质体的质量评价

一、包封率

脂质体包封率(包裹率)有三种表示法:重量包封率(Qw)、包封容积(或称容积包封率)(Qv)、药脂包封比率(Ew)。包封率的测定方法有直接对制剂进行测定和分离出脂质体测定，常用的分离方法有:葡聚糖凝胶过滤法、超滤膜过滤法、超速离心法、微型柱离心法和透析法。分离方法的选择一般以分离对象为依据，微型柱是葡聚糖凝胶过滤法的一种类型，用于分离水溶性小分子药物的脂质体比较理想，但程序烦琐，重复性欠佳;超滤膜过滤法和超速离心法是脂质体胶粒与可溶性游离药物分离的一种有效方法，但不能区别与脂质体相近的粒子(如乳滴)，因而不宜分离多相脂质体。

1．重量包封率重量包封率常简称为包封率，是指包入脂质体内的药物量与投料量的重量百分比，用下式表示

Q_w=W_包/W_总×100%

或Q_w=(W_总－W_游)/W_总×100%

式中，W总、W包和W游分别表示药物投料量、包封于脂质体的药量及未包入脂质体的药量。

2．体积包封率是指制剂中某类粒子V类与总体积V总体积百分比，用下式表示

Q_V= V_类/V_总×100%

式中，V总和V类分别为脂质体制剂中总体粒子的体积和某类粒子的体积。

包裹容积是指制成的脂质体相对于每毫克磷脂所占的内水相的体积，一般以微升表示。包裹容积的计算可通过测定包裹在脂质体内药物的总量来推测。假设在脂质体内水性介质中药物的浓度与开始制备时所用的药物浓度一样，经分离除去未包裹药物后没有物质从脂质体中渗漏出来，则很容易计算。但是在许多情况下，这样的假设往往不能成立。例如用二次乳化法制备脂质体时，在干燥除去有机溶剂时内水相可能也会失去;另外由于内外渗透压的差异，水分子可以进入或逸出脂质体，因此测定内部容积最好的办法是直接测定水的量。例如利用具有光谱性的液体代替内相介质，利用核磁共振法( NMR)测定，然后测出水的量。将脂质体在高速离心(200000 g，6 h)下沉降成为紧密的沉淀，小心除尽上清液，将沉淀物以D₂O重新混悬，由于膜对于水的渗透性使整个体系中H₂O和D₂O很快达到平衡，取出少量用于磷脂量测定，剩余部分可作水的NMR扫描，峰高与D₂ O中含水浓度成正比，与标准溶液对照即可求得水的量，从而计算出脂质体的包裹容积。

用脂质体包封水溶性的荧光标记物(如钙黄绿素、羧基荧光素等)是测定脂质体包封容积的好方法，目前大多数脂质体的包封容积可用此方法测定。

3．药脂包封比指一定重量的类脂所包封药物重量百分比。用下式表示

E_W=(W_总－W_游)/W_类脂×100%或E_w=W_药/W_类脂×100%

式中，W类脂为处方类脂总量，W总、W包和W游分别表示药物投料量、包封于脂质体的药量及未包人脂质体的药量。E_w可以明确制剂中药物与辅料的关系，对脂质体工业化生产具有实用价值。

4．影响脂质体包封率的因素

(1)脂质体的制备方法和结构类型脂质体的结构类型不同其包封率也不同，包封率大小顺序一般为:LUV＞MLV＞SUV。当处方拟定后，制备方法就可决定脂质体的结构类型，因此制备方法也与包封率有关，其顺序如:乙醚注入法＞逆相蒸发法(REV)＞干膜法(TFv)＞乙醇注入法＞超声法。冷冻干燥法的冷冻过程往往致包封率下降，选用适当的冻干保护剂可大太改善。超声法制备的脂质体的粒径小，因而包封率一般较低。超声和剧烈搅拌都会使水溶性药物的包封率下降。另外制备脂质体使用的容器、温度和各过程顺序、时间等均对包封率有影响。

(2)类脂膜的组成与电性膜的组成与脂质体的结构密切相关，因此对脂质体的包封率有影响。如PC中加入适量Ch可增加包封率。组成脂质体的脂质材料的电性对离子型药物的包封率影响很大，例如水相离子性药物的电性与脂质体表面电性相反时，可能由于静电结合的原因，包封率高。脂质纯度高、氧化指数低，包封率高。

(3)药物的性质和浓度对于某固定的膜材料和制备方法制备的脂质体，其包封率则由被包封的药物本身决定。①主要取决于药物的溶解性。药物的溶解性与脂质体的包封率关系非常密切，药物在水中和在油相中的溶解性可用油水分配系数或辛醇－水分配系数说明。脂溶性好和水溶性特别好(即4．5＜lgP_oct＜－0．3)的药物在脂质体中包封率高。对lgP_oct处于中间值的药物就难于形成高包封率的脂质体。因此，首先将药物制成盐(lgP_oct＜－0．3)或酯化(lgP_oct＞4．5)再包封脂质体，可以形成包封率高且稳定的脂质体;②药物电性。药物的电性与脂质体膜电性相反则包封率高，因为与发生电性吸附有关。③药物分子量。一般分子量大的比分子量小的药物包封率高。④药物浓度。一般随药物浓度增加，Q_w下降，E_V升高。

(4)溶剂组成①有机溶媒脂质体的制备方法中常用有机溶剂，因此有机溶剂的挥发速度、密度与脂质的亲和力等会影响脂质体的包封率。②水相介质水相介质的组成也与包封率有关，水相中的离子强度和pH值也与包封率有关。

二、稳定性与渗漏

脂质体在放置过程中可能发生多种不同的变化。如磷脂质会氧化和水解，生成短链的磷脂，并在膜中形成具溶解性的衍生物;另外脂质体还可发生凝聚、融合等物理变化，从而导致包裹物质的渗漏。因此脂质体制剂若要发展为产品应市，必须在贮藏期间具有良好的稳定性;在体内到达靶组织之前或发挥其缓释作用之前亦须保持一定的大小及完整性。已证明脂质体在血液中比较稳定，但随磷脂的化学性质、胆固醇的比例和脂质体的大小、双分子层的数目等的不同，脂质体在体内的稳定性也会有所不同。但若在贮存过程中，药物从脂质体迅速渗漏，则必将限制脂质体的应用价值。

(一)化学稳定性

脂质体组分磷脂的氧化降解应在制备时即加以防止，可采用一些措施尽可能地降低氧化程度，例如，使用新鲜提纯的磷脂和新鲜蒸馏的溶剂，尽量避免高温，并在充氮和无氧的条件下完成制备过程，最后将脂质体贮存于惰性环境等。

在膜材组成中加入抗氧剂也是一种有效的方法。目前常用的抗氧剂是α－生育酚，为一种无毒的食用脂质。据认为蛋卵磷脂的氧化分解可使α－生育酚的加入大大减缓。另一可选择的降低氧化程度的方法是使用饱和磷脂代替不饱和磷脂，在天然来源的磷脂中，其不饱和度随植物、蛋黄、哺乳动物依次增加，对于蛋黄磷脂，不饱和度取决于动物的饲料及所用的提纯方法。

但是，无论是不饱和还是饱和磷脂，在脂质体的水性悬液中，都可能水解而形成溶血磷脂和脂肪酸，溶血磷脂进一步水解而形成甘油磷脂和脂肪酸，甘油和磷酸之间的酯键很难水解，所以不产生游离的磷酸和甘油。精制天然豆磷脂在脂质体水性悬液中的水解动力学已有研究。结果表明，豆磷脂的水解主要受H+和OH－的催化作用，在pH6．5左右水解速率最小。体系中加入缓冲离子如醋酸、枸橼酸和缓血酸铵也可轻度增加豆磷脂的水解。

(二)物理稳定性

脂质体中包裹药物的渗漏和凝聚、融合成大的团块等物理稳定性问题是脂质体研究工作中的一大难题。一些研究表明，小单层脂质体在贮存中体积增大，药物渗漏与脂质成分及包裹药物的性质有关。由中性磷脂制备的脂质体的凝聚主要是由于范德华力相互作用所致，可在膜材中加入少量负电荷磷脂(如10% PA或PG)来克服。在膜材中加入微量的1，3－二乙酰－2－磷脂酰胆碱也可以阻止较小脂质体的融合。

较大的脂质体在制备方法适当的条件下一般不发生融合，而小于40 nm的小单层脂质体由于膜的曲率大，易于发生融合，特别在相变温度时更易发生。

采用前体脂质体等重建脂质体的方法可以较好地避免脂质体在贮存中发生的化学和物理变化。重建脂质体有以下三种类型:含药或不含药的干脂质膜;含药或不含药的冻干脂质混合物;含药冻干脂质体。对于干脂质膜或冻干脂质混合物。重建时所获得的药物包封率是有限的，特别是对亲水性药物的包封率常常不高，悬液中含有较多的游离药物，实际应用价值不大。对于具有适当结构的亲脂性药物，重建产品可达到较满意的包封率，但在重建过程中所需的条件，例如搅拌程度和方法，要求在高出常温下超声处理等，实际应用不甚方便。

对于亲水性药物，可选择含药冻干脂质体这一重建形式，有报道在冰冻过程中若加入亲水性聚合物，如葡聚糖能产生自由流动能，利于冻干脂质体在水性介质中重建。例如当含有胰岛素的冻干脂质体用这种方法处理时，其重建后的包封率可达原来的70%，即在冰冻和重建过程中胰岛素的渗漏率大约为30%。如果包裹的是低分子量药物，渗漏率可能更高些。但是，这种技术为保证脂质体制剂在贮存中的稳定性提供了一个有效的方法。

脂质体稳定性研究包括药物的漏出、脂质体结构变化(包括颗粒大小的分布、脂质体聚集、融合、脂质体沉淀)、脂质体及药物的化学稳定性以及pH、离子强度、缓冲液组成和溶剂系统对脂质体稳定性的影响。

(三)稳定性研究

1．药物脂质体的稳定性

(1)药物性质如果包裹的药物是脂溶性的(lgP_oct＞5)，主要掺入到脂质双层，并且为时间依赖性，脂质体可以冰冻干燥后贮存，用前水化(轻微加热或振荡即可);水溶性的药物(lgP_oct＜－0．3)包裹在脂质体水相内，脂质体制备后去除游离药物;如果lgP_oct值在－0．3～1．7之间，药物从脂质体内漏出非常快; lgP_oct值在＞1．7或lgP_oct＜4之间的药物难以包入脂质体中，这些药物难以溶于水，因此在脂质体制备过程中和脂质一起溶于有机溶剂，然后加入缓冲液。根据它们在水和脂质中的溶解性，药物在水相和脂质相中重新分布。因此，只有在不改变药物的活性的前提下，通过修饰药物的化学结构，使其具有较高的P_oct值(lgP_oct＞5)时才能提高其包封率。

(2)磷脂和胆固醇的稳定性磷脂溶于己烷、氯仿或乙醇中，通入氮气下贮存在－20℃，磷脂最常见的变性是脂肪酸氧化，连接脂肪酸与甘油骨架的醚键在氧化前水解，随后为一级动力学反应，该反应在40℃以上非常明显，而且为pH依赖性，在pH6.5左右最稳定。不饱和的脂质酰基链上的双键易被氧化，完全饱和的脂质不发生氧化。加入抗氧化剂如α－生育酚，在惰性气体如氩气或氮气条件下避光贮存，加入EDTA螯合各种痕量金属离子等以减少脂质体发生氧化。在脂溶性抗氧化剂中，有效抗氧化剂依次为butylated hydroxy anisole(BHA)＞catebin＞丁基化羟甲基苯(butylated hydroxy toluene，BHT)＞生育酚(tocopherol)＞chlorogenic acid。在水溶性抗氧化剂中，抗坏血酸和二硫苏糖醇(dithiothreitol)有效，而谷胱甘肽无效。

2．影响脂质体稳定性的因素

全血、血浆和血清影响脂质体的稳定性，高密度脂蛋白(HDL)可能通过从脂质双层组分中去除磷脂使脂质体不稳定，富含胆固醇的脂质体对抗HDL的作用。脂质体在全血中比在血清中稳定，这可能是由于HDL－红细胞相互作用先于HDL－脂质体相互作用，也可能是胆固醇从红细胞转移到了脂质体。

重金属和光催化不饱和磷脂发生氧化。可以通过加入金属螯合剂EDTA，在无氧环境下低温避光贮存并加入生育酚抑制氧化作用等方法清除其氧化作用。

蛋白质与脂质体表面结合严重影响脂质体的稳定性。脂质体膜对包封葡萄糖通透性的增加与蛋白质结合量成直线关系，脂质表面结合蛋白质的脂质体在磷脂相变温度的区域通透性比正常区域更高。这提示当磷脂的胶相和液晶相共存时通透性最高，脂质双层错位是通透性增加的机制。脂质体内部包裹蛋白质也对脂质体稳定性起重要作用，蛋白质可以与脂质双层内侧和外侧相互作用或跨过脂质双层。

在多聚磷脂(polymerized phospholipids)的脂肪酰基中含有能聚合的基团，dracetylenic，methacrylolic，dienoyl或butachienic的磷脂制备的多聚脂质体对超声、去污剂、有机溶剂、血浆蛋白的作用非常稳定。冰冻干燥不改变多聚脂质体结构或大小分布。多聚脂质体用于缓慢释放内容物，然而，目前对这种脂质体的毒性和生物降解了解较少。

在脂质双层掺入非离子表面活性剂如聚山梨醇－80(吐温－80)制备立体化学性稳定脂质体，这种脂质体无毒，比传统的胆固醇稳定脂质体或多聚脂质体更稳定，其理论是当两个立体稳定的脂质体接近时，由于存在水溶性链，脂质体间的化学能降低，因此，由于渗透作用，脂质体之间进入大量的水而分离。

甲醇、乙醇可使PC脂质双层从凝胶相转成交错态，相当乙醇浓度增加时，漏出率增加。乙烯二醇和甘油对漏出率无影响。

3．克服脂质体不稳定的方法

①减少脂质变性过程的发生;②在遇到脂质变性条件下增加脂质体的稳定性，防止化学变形。注意以下几点以减少脂质氧化:①用纯化的脂质和新鲜蒸馏的有机溶剂;②制备过程中避免高温;③在无氧条件下制备;④用氮气使水溶液脱氧;⑤脂质体悬液在惰性气体中存储;⑥脂质体膜或成分中掺入抗氧化剂，减少膜氧化脂质水平;⑦用饱和脂质代替非饱和脂质，用合成的饱和脂质DMPC、DPPC、DSPC制备脂质体;⑧在pH接近中性时醚键的水解明显降低，然而，在包裹药物需要低pH的情况下，必须注意从干燥脂质体去除残余的有机溶剂，使其水解降到最低。

(四)渗漏率测定

渗漏率表示脂质体贮存期间包封率的变化情况，定义为脂质体在贮藏一定时间后渗漏到介质中的药量与贮藏前包封的药量之比，用下式表示

Q_渗%=(W_总游﹣W_始游)/W_包×100%

或Q_渗%=(W_总游﹣W_贮)/W_包×100%

式中Q渗为渗漏率，W总游为贮藏一定时间后测得的游离药量，W始游为贮藏前测得的游离药量，W包为贮藏前包封量，W贮为贮藏一定时间后测得包封量。测定方法是一定条件下贮存(灭菌)脂质体，定期(时)取样，用测定包封率的方法(主要用凝胶柱层析)测定脂质体包封量或游离药物量，与贮藏前包封的药量比较，再由上式计算渗漏率。

影响脂质体中药物渗漏率的因素:脂质体中药物的渗漏最主要取决于药物的性质，当水溶性药物分子的logP_oct值在－0．3到1．70之间时，将倾向于较迅速地渗漏。因此一般认为将水溶牲药物包封成小单室脂质体SUVs，只适合于logP_oct小于－0．3的药物。除此外脂质体的稳定性和渗漏还受下面各因素的影响:

1．脂质体的结构类型　根据stokes公式，脂质体粒径越小越稳定，反之亦然。但根据脂质体双分子层膜对内含药物渗漏屏障作用大小，一般多层脂质体比单层脂质体稳定。前者从脂粒大小考虑，后者从类脂层多少分析，但不能认为层数多、粒径小的脂质体稳定就意味着该类型脂质体好，而必须考虑到在高包封率的前提下，制备有较高稳定性脂质体。

2．温度变化　①温度升高，特别是当升温至Te时，膜流动性大、稳定性大大降低。如果脂质体制剂经湿热(100℃，30min)灭菌，其包封率都会有或多或少地下降。②一般以4℃左右贮存脂质体比较好。冷冻干燥过程可使脂质体内外水相形成冰晶增加，造成双分子层膜的透过应力和膜结构上缺陷。冻结温度一定(－30℃)，保持时间延长(20min～22h)，显著减少内含物(羟基荧光素)包封率(93%～25%)，冷冻干燥是制备脂质体和提高脂质体在贮存期稳定性可行和有效的方法，在工艺中须加冻结保护剂。

3．稀释　脂质体混悬液浓度高，稠度和黏度就大，Stokes公式中V与η成反比，即该制剂聚结稳定性好。反之η小，脂粒易沉降、聚结。另外，浓度高脂质体膜内外浓度差小，渗透压差小，渗漏率低，当稀释后，渗漏会显著增加。例如，人红细胞膜脂三尖杉碱脂质体未稀释与稀释1倍渗漏情况比较，前者4℃贮存2个月，渗漏率为7．3%，后者4℃贮存5d渗漏率为34．2%。故建议，对易渗漏的药物制备脂质体先制成稠厚型，临用时稀配。

4．类脂膜组成膜组成　对脂质体稳定性影响与对包封率影响有相似之处。①脂质体膜表面电性与药物带电相反，包封率高，稳定性好。②类脂膜中含一定量CH，可提高包封率和稳定性。是因为一定比例CH可以增加脂质双分子膜中脂质分子排列的紧密程度，有助于减轻加热时脂质分子膜中脂质分子排列的紧密程度，有助于减轻加热时脂质分子烃基的弯曲结构增加，从而起到稳定脂膜和减少渗漏作用。但CH增加较多可能增加脂质双分子膜不对称性，在加热条件下，不对称性更易导致膜的疏松，使药物渗漏。③多糖脂质体或多糖被覆脂质体，因使膜变得更黏，流动性减少而提高膜稳定性。④高分子脂质体比天然类脂质体稳定，是因为高分子脂质脂肪酸链较天然脂质长。

5．膜磷脂的性质　PC类脂质性质不稳定，易氧化和水解，随着PC类氧化指数的升高，所形成脂质体包封率降低、渗漏率增加(且有溶血毒性)。因为氧化指数高的PC，①从膜上溶入外水相，还因增加不饱和程度引起t下降;②经乳化制备脂质体时，乳化时产生一定的热使磷脂膜处于液晶状态，加速膜磷脂分子的运动，这就使得部分脂质体前身不仅不能加上第2层单分子膜形成脂质体，相反，促使其破裂渗漏。

6．药物的电性等　①被包药物的电性与脂质体膜电性相反，包封率高稳定性好。②有的药物(抗癌药硫杂脯氨酸、放线菌素D等)对脂质膜的作用是使膜更易流动，增加膜通透性;有的药物(足叶乙甙等)则使膜接近凝固状态，降低通透性，有益脂质体稳定。③还有药物(三萜苷类如海参甙等)可使PC－CH双层膜形成不同直径的孔道，使渗漏增加。

7．其他物质　①介质中的离子强度、酸碱性、PBS浓度、PVP等，可能对包封率有影响，一般认为使脂质体包封率高的条件则有利脂质体贮存稳定。②细胞色素C可使脂膜局部无双层结构，激素能使脂膜形成缺陷和孔道，引起内含物渗漏，而血清则可减少脂质体内含物的渗漏。

脂质体的不稳定性主要表现为内相渗漏，在膜材中加入一定量胆固醇以加固脂质双层膜、减少膜流动，可使内相渗漏现象得到改善，降低渗漏率，但不可能避免流动内相的渗漏。近年来，在提高脂质体稳定性方面，出现将脂质体液态内相制成固态。如先把药物制成凝胶颗粒(微球)或加工成环糊精包合物后，再包于脂质双层膜制得具有固态核心的脂质体。这类脂质体不仅具有靶向性和良好的稳定性，而且还有缓释性。如胶体金粒微球脂质体:将N－辛基葡萄糖苷、缓冲剂、钙黄素加入含琼脂糖、明胶的水中得水相。油相由卵磷脂、环己烷、脂肪酸山梨坦80和乙醇(100%)组成。在70℃将水相和油相混合、超声乳化，于4～10℃时离心4次(500，2000，3000，8000 r/min)，分取沉淀微粒(称预囊泡)。将沉淀悬于含水环己烷中，离心(8000 r/min)，得微球，用胶体金处理后，用牛血清蛋白包衣。将此包前微球悬于DPPC－CH氯仿液中，接着以8000 r/min离心(4℃)，将沉淀重复悬浮、离心得脂质体。本品为脂质体和微球的结合体，制剂稳定，释放缓慢。

三、脂质体的粒径和分布

脂质体粒径大小和分布均匀程度与其包封率和稳定性有关，直接影响脂质体在机体组织的行为和处置。脂质体的粒径小于100 nm，在血循环的时间较长，若脂质体的粒径大于200 nm，则脂质体很容易被巨噬细胞作为外来异物而吞噬，脂质体在体内的循环时间很短。影响脂质体粒径和分布的因素很多，可以这样认为，凡影响脂质体聚结稳定的因素，都关系到脂质体的粒径和分布。其中最主要的是脂质体的制备方法:超声法、乙醇注入法制备的脂质体是小单室脂质体(SUV)，而乙醚注入法、钙融合法等制备的脂质体为大单室脂质体(LUV)，当方法相同时，一般制备的脂质体层数越多粒径越大。经超声/匀化等分散的脂质体粒度均匀性比薄膜一搅拌法好。LUV和MLV通过超声等方法进一步分散最终可得到SUV，SUV经炼韧或钙融合能转变成LUV，适当调节处方中类脂用量也可使SUV和LUV增加双分子层数形成MLV。

1．光学显微镜法将脂质体混悬液稀释(约5倍)，取1滴放入载玻片上或滴入细胞计数板内，放上盖玻片，观察脂质体大小及数目，然后按其大小分档计数，以视野见到的粒子总数，求出各档次的百分数，该方法仅适于大的脂质体。

2．电子显微镜法是直接测定粒径最精确的方法。负染和冰冻蚀刻均可用于分析小脂质体，尤其是负染技术应用简便，适于粒径小于5μm的脂质体。如果粒径大于5μm，样品在蒸发过程中扭曲。负染的方法一般有两种:喷雾法和点滴法。

3．激光散射法(laser light scattering)又称为photon correlation spectroscopy(PCS)或dynamic light scattering(DLS)。该方法能快速简单地测定脂质体粒径。它仅测定出脂质体样品的平均粒径。样品溶液必须没有其他颗粒性物质。

4．凝胶过滤凝胶柱层析应用于粒径为1～3μm的脂质体。大脂质体不能进入凝胶，它们在柱中的储留时间与它们的大小成反比。为避免非特异脂质体的吸附，用空白脂质体预先饱和层析柱，层析柱用已知粒径大小的脂质体或带色凝胶颗粒标定，通过洗脱液的浊度测定样品的潴留时间。

5．浊度/光散射测定浊度/光散射测定技术(turbidity/ light scattering)是一种快速测定脂质体大小的方法，但是不能提供脂质体物理性质方面的信息如脂质体的聚集和融合。当不需要定量测定颗粒大小的分布时，浊度/光散法是最实用的方法。如在脂质体稳定性的实验和粒径调节中，所有脂质体的粒径增加(如贮存过程中)或均降低(超声或挤压)，用分光光度计测定吸光度的改变，或在激发波长和发射波长相同时，测定荧光改变以反映脂质体大小。脂质体在500 nm范围内，浊度/光散射的改变与脂质体大小呈线性关系。通过几个浓度和几个角度测定光散射可以得到脂质体的绝对大小。

当用该方法时，将脂质体浓度调节到约1 mg/mL;如果分析MLVs，加入密度中和试剂(density－neutraLizing agent)，如16.7%蔗糖以防止脂质体沉降，一般用400～600 nm波长，散射(或吸光度)与脂质体的浓度呈线性关系。

四、表面电性的测定

含酸性脂质如磷脂酸(PA)和磷脂酰丝氨酸(PS)等的脂质体荷负电，含碱基(氨基)脂质例如十八胺等的脂质体荷正电，不含离子的脂质体显电中性。脂质体表面电性与其包封率、稳定性、靶器官分布及对靶细胞作用有关。测定方法有荧光法和显微电泳法等。

显微电泳法是将脂质体混悬液放人电泳装置样品池内，在显微镜监视下测量粒子在外加电场强度E对的泳动速度V。向正极泳动的脂质体荷负电，反之为脂质体荷正电。

荧光法是依据脂质体结合荷电荧光探针的量与其表面电性和电荷量有关，二者荷电相反，结合多，荧光强度增加;相反，二者带电相同，结合少，荧光强度减弱。增加或减弱强度与带电脂质的比例有关。