肿瘤侵袭和转移中基质金属蛋白酶的作用

◎Barbara Fingleton

基质金属蛋白酶(MMPs)是蛋白水解酶家族，其在细胞外发挥作用以改变细胞所处环境。如其名所示，基质金属蛋白酶家族的底物正是构成包括基膜以及间质纤维的细胞外基质(ECM)分子，其他底物还包括生长、死亡、趋化和其他信号通路因子，以及蛋白酶和蛋白酶抑制剂。能够调节如此多种类型的蛋白，也就意味着MMPs对细胞行为起着重要的调节作用。在这一章中，我们将总结MMPs的发现过程和已有的相关研究，并描述目前对于MMPs如何促进肿瘤进展，尤其是促进肿瘤侵袭和转移过程的观点。为了正确理解MMPs的生物学功能，针对其体外和体内的研究方法已经得到了相应的发展。只有了解这些分析研究方法的局限性及其原因才能更好地使用它们。在肿瘤以及其他的病理、生理情况下，尽管已经有大量相关研究显示蛋白酶的重要性，但仍然存在许多疑问，我们也将带着这些疑问结束本章。

5.3.1 MMPs的发现及其特征

人类MMPs家族目前由23个成员组成，包括所有哺乳动物、青蛙和禽类在内的MMPs总共为25个。这些酶简单地用MMP-1到MMP-28来命名。有些读者也许会奇怪酶的总数量与编号的数字不符。其实因为最初被命名为MMP-4、MMP-5和MMP-6的MMPs后来发现与先前的有重复，因此，这3个名称后来就不再使用［1］。

胶原蛋白是体内最丰富的蛋白质——但发现一种可以剪切它们的酶却很困难。最后Gross和Lapiere从蝌蚪尾巴的吸收过程中发现了一种在中性p H值下发挥作用的胶原溶解活性酶，因此被命名为“胶原蛋白酶”［2］。类似的胶原溶解现象也见于皮肤、子宫和骨骼。有关这类酶的研究早在“克隆时代”之前就开始了，那时酶被认为只是“活性”，而不是特定的基因产物。这些活性就是其生化特点，正是这些生化特点首先使得某些酶被归入基质降解蛋白酶家族，也就是现在所知的MMPs［3］。最初，其生化特点包括降解基质蛋白，螯合剂如EDTA等对其有抑制作用，以及可被有机汞化合物所激活［1］。其中与螯合剂的反应有助于解释MMPs这个名称中“金属”部分的来源——含有酶发挥作用所必需的锌离子。

除了发现蛋白酶活性外，还发现有些蛋白可干扰蛋白水解过程。这些自然产生的蛋白酶抑制剂被称为金属蛋白酶组织抑制因子(TIMPs)。TIMP-1是第一个从成纤维细胞中被纯化出来的，因为其可防止胶原溶解活性［4］。TIMP家族现在已经扩大到4个成员，它们的抑制作用稍有不同［5］。此外，TIMPs似乎还有与蛋白酶抑制作用无关的功能，在利用TIMPs抑制蛋白酶的实验中应考虑这些因素。

分子生物学的进步使克隆MMPs基因变得可行。第一个被克隆的全长MMP是MMP-3。虽然开始被称为转换素(transin)，而且并没有立即被确定为MMP［6］。转换素被克隆出来时是作为一种致癌基因和EGF反应基因，这显示它在肿瘤生物学中的可能作用。同时MMP-1也从人成纤维细胞中被克隆出来。而这次，研究人员纯化得到了蛋白，并已了解它的功能作用，因此立即确认该c DNA编码一种金属蛋白酶［7］。克隆的问世导致MMPs的定义标准变得更加严格。如今作为一种MMP需要有如下特点:①有氨基酸标签序列HEXXHXXGXXH，其中包括协调锌离子催化的组氨酸残基和一个催化的谷氨酸残基;②能被TIMP抑制;③具有与胶原蛋白酶相似的序列［1］。

与大多数蛋白酶一样，MMPs是以前体酶或酶原形式存在，需要通过水解去除前肽后被激活。MMPs的前肽包括一个在酶的催化部位与锌离子结合的半胱氨酸残基。半胱氨酸基团必须通过“半胱氨酸开关”机制解离后，MMP才可以被激活［8］。在体外，有机汞化合物APMA等多种化学物质可用于启动“半胱氨酸开关”，从而激活酶。但在体内，一般是由其他蛋白酶发挥激活作用［9］。对于拥有特定识别序列的MMPs，其蛋白水解激活发生在细胞内，由前蛋白转化酶介导，而其中弗林蛋白酶(furin)是最著名的成员之一［10］。其他MMPs是在细胞外环境被各种蛋白酶激活，包括其他的MMPs (如丝氨酸蛋白酶)［11］。由此可见，任何单一蛋白酶的抑制可能对其下游级联反应中的其他蛋白酶产生深远的影响。

5.3.2 MMPs的功能解析

虽然MMPs早期标准包括水解细胞外基质分子的能力，由于发现其他类型的蛋白质也可以成为MMPs的底物时，这一标准不得不被弃置。此外，一些MMPs(如MMP-11)并没有任何基质底物。确定MMP酶的确切底物仍然是重要的研究领域。曾经，底物是通过其和蛋白质在试管中混合后被纯化的酶剪切能力来定义的。虽然这些类型的检测表明底物可被一个特定的蛋白酶水解，但是这并不能确定在体内环境下是否发生相同的情况。制备MMPs家族中特定成员缺陷小鼠对于寻找在体内环境下真正的底物有很大的贡献［12］。到目前为止，已制备了MMP-2，-3，-7，-8，-9，-10，-11，-12，-13，-14，-15，-19，-20，-28的基因敲除小鼠。这些小鼠是评估酶在体内是否正常发挥功能的十分有价值的工具。令人惊讶的是，大多数特定MMP基因敲除的小鼠可生存且健康，并没有明显异常表型。但MMP-14基因敲除小鼠例外，它有严重的骨骼异常和血管生成缺陷，且死亡较早［13，14］。一些其他MMP基因缺陷小鼠有细微异常，有些随着年龄增长得到改善。普遍缺乏与特定酶基因缺陷相关的表型表明蛋白酶功能相当复杂，在缺乏某个特定蛋白酶时，另外一些可以发挥相同的作用。此外，已经证明确实发生补偿现象，可能是为了弥补损失，缺乏某个特定MMP时，其他家庭成员的功能水平会相应提高［15］。在纯化蛋白质的试管实验中，也出现多个家庭成员之间共享多种底物的情况。然而，在体内，空间和时间以及酶的激活状态可以控制酶与底物的反应。

除MMPs以外，体内还存在金属蛋白酶的其他家族。ADAM和ADAM-TS家族是两个密切相关的家族。“ADAM”的名称来自对这些蛋白质结构的描述，包含一个解聚素域(a disintegrin) 和一个金属蛋白酶域(metalloproteinase domain)［16］。并非所有ADAM是功能性蛋白酶，非蛋白酶类的ADAM似乎在细胞间相互作用中发挥重要作用，如精卵融合。蛋白酶ADAM家族包括TNF-α转换酶或TACE (又称ADAM-17)，它在“蜕变”(shedding)现象中特别重要，在这个过程中膜结合因子在近膜区域裂解，释放出一种可溶性蛋白到细胞外空间。ADAM-TS蛋白有与ADAMS类似的多域结构，还有血小板反应蛋白(TS) 功能域［17］。

5.3.3 肿瘤侵袭和转移中的MMPs

1980年，Liotta和Tryggvason的一项具有里程碑意义的研究表明，当肿瘤细胞的IV型胶原蛋白酶活性水平增加后，可降解基膜从而入侵［18］。这种“活性”对应的是MMP-2的属性特点。更重要的是，蛋白酶的活性水平与一系列小鼠细胞系的肿瘤转移潜能相关，并确认MMPs可调控侵袭性表型。利用反义技术敲除成纤维细胞中MMPs内源性抑制剂TIMP-1的补充实验进一步支持了这一观点［19］。

肿瘤转移的基本步骤可以概述为:①单个或成团肿瘤细胞的脱落;②侵袭和迁移到周围组织; ③内渗; ④在血液中的生存; ⑤外渗; ⑥局部浸润/继发位点的迁移; ⑦最终在继发位点生成肿瘤。调节侵袭的蛋白酶在至少4个上述步骤中发挥重要。在一个设计严谨的实验中证明MMPs参与血管内侵袭，该实验利用鸡胚绒毛尿囊膜(CAM)提供了一个容易获得的毛细血管床［20］。在这项研究中，Ossowski和他的同事证明，置于上方CAM的人体细胞，在只有血管连接的情况下，可在下方的CAM检测到。当在CAM中添加合成的广谱MMP抑制剂时，下方CAM中检测到的细胞数量减少90%。有趣的是，这些研究还发现丝氨酸蛋白酶尿激酶型纤溶酶原激活物(u PA)在此过程中的必要作用，这个现象说明在血管内侵袭过程中两类蛋白酶可以协同发挥作用。

不料，另一个重要的研究表明，MMP活性并不是外渗或局部侵袭/迁移的限速因子。研究人员利用活体成像技术，跟踪野生型或转染过量表达MMP抑制剂TIMP-1的小鼠黑色素瘤细胞的命运［21］。TIMP-1的存在并没有影响细胞血管外渗及其在外渗后在肺实质内侵袭和迁移的能力。但是，肺内肿瘤灶的增长却受到过多MMP抑制剂的显著抑制。MMP对侵袭无明显作用的一个可能解释是由于阻断MMP作用的方法学问题。如前所述，我们现在知道有4个不同的TIMP蛋白，每个蛋白的抑制谱也不同。更重要的是，膜型金属蛋白酶(MT-MMPs-1-6，又称MMP-14、-15、-16、-17、-21、25)不是都能被TIMP-1有效抑制，但可被TIMP-2抑制。因此，单独TIMP-1的过表达不能阻止所有MMP的活性。Steve Weiss实验室的研究提示MMP-14，并非其他MMP，在肿瘤细胞浸润具有核心作用，进一步明确了上述论点［22］(图5-8)。这些研究都提示某个单一MMP对肿瘤细胞侵袭的重要性，但其结论是有争议的，因为许多研究人员已经明确了其他MMP也是侵袭表型的重要因素。

对肿瘤细胞外渗过程的研究有一个重要发现，即转移的最终结局似乎依赖于TIMP-1敏感MMP的活性。该结果强调了MMP在肿瘤生长中扮演的全新角色，在最近得到延伸。现在很清楚，MMP在体内的主要作用是对如生长因子、死亡因子和血管生成因子等信号分子的处理和(或)衰减［23］。改变这些分子的大小，或从膜上释放，可以改变其生物学功能，并极大地影响肿瘤细胞的行为。典型的例子是通过MMP-9和MMP-2激活的转化生长因子TGF-β［24］。

图5-8 除了MMP-14外，大多数MMPs缺失并不影响成纤维细胞侵袭CAM

注: 来自野生型或各种MMP缺陷型小鼠、TIMP-2或丝氨酸蛋白酶激活蛋白(FAP)缺陷型小鼠的成纤维细胞被绿色荧光标记后放在CAM顶端。箭头所示为CAM的表面。3天后，除了来自MMP-14缺陷小鼠，其他所有成纤维细胞都能侵袭进入CAM。在MMP-14缺陷型纤维细胞中重表达MMP-14，可重现侵袭表型(图来源: Sabeh，etal，2004)。

基因敲除动物的发展，大大扩展了我们对MMP可能发挥的不同作用的认识。其中最令人惊奇的发现是MMPs在癌症生物学中具有对人体有害和有益的双重功能［25］。血管抑素作为纤维蛋白溶酶原的蛋白酶裂解产物的识别，第一次发现了这个双重作用。MMP-12、MMP-7、MMP-9被证明是血管生成抑制剂(angiostatin)并具有重要作用［26］。在多种癌症模型中，上述2个酶中任何一个的缺失均可导致血管生成的失控，从而使肿瘤更大、更具有侵袭性。在复杂的情况下，上述MMPs中某些成员还可以通过释放促进血管生成的信号分子，如血管内皮生长因子，从而促进血管生成［27，28］。而如肿瘤抑素(tumstatin)等血管生成抑制肽一直以来被认为是基质蛋白MMPs的剪切产物［29］。

5.3.4 MMPs活性的分析方法

虽然目前已知有20个以上的MMPs酶，绝大多数的文献仍侧重于所谓胶质酶MMP-2和MMP-9研究，部分原因是这些酶可以用简单的酶谱方法检测。酶谱法是一种凝胶电泳技术，在这种方法中如明胶等酶的底物被聚合注入多聚凝胶中。如同一般凝胶电泳，未还原的或煮沸的样品——无论是组织裂解液、体液，还是细胞培养上清，依据分子量进行分离。电泳完成后，洗去凝胶上的清洁剂十二烷基硫酸钠(SDS)，使未折叠蛋白重新折叠。然后将凝胶放入基质缓冲液中孵育，以提供酶发挥活性的最佳条件。孵育完成后，用考马斯亮蓝将凝胶染色，使降解底物以清晰的条带显示出来(但蓝胶除外)(图5-9)。这些清晰的条带对应特定的分子量，因此可以根据分子量的大小来确定发挥催化活性的蛋白酶。

图5-9 凝胶酶谱法的流程图解

注: (i)混合有前体和活化MMP的生物样本。蛋白酶在合适的折叠状态下，比如前体MMP包括有“半胱氨酸-锌指键”，即半胱氨酸开关。(ii)将样品与含有SDS的缓冲液混合后，蛋白酶由于SDS带有大量负电荷而展开。(iii)样品在聚合有明胶的聚丙烯酰胺凝胶中上样，电泳开始后蛋白质跑向阳极，随分子量大小而逐渐分开。(iv)电泳后，胶上SDS被洗去，从而使得蛋白质在胶上的迁移位置重新折叠，但是半胱氨酸-锌指键无法恢复，即使原来前体MMP也被激活。(v)将胶放入含有Ca2+的反应缓冲液中，37℃下孵育，水解反应发生。在反应液中加入EDTA则可以防止金属离子依赖的蛋白酶水解反应。(vi)胶经过考马斯亮蓝染色后，除了已经被MMP水解的区域，明胶会显示较深的颜色。条带的大小由分子量标记物决定，从而鉴定出MMP。右边的胶是经过EDTA孵育的，从而确认条带缺失是MMP。图中所示样本来自特定培养条件下增长期的HT1080纤维肉瘤细胞系，一般在酶谱法中用作阳性对照。

有一点值得注意，酶谱的特点是无论蛋白酶是否有活性，都能被显示出来。跑胶时蛋白质发生解构，导致“半胱氨酸开关”被启动，MMP前体在前结构域水解裂解后被激活。激活后的蛋白酶，其分子量大小比相应的酶前体约小10000。例如，在图5-9(vi)，对应MMP-9只有一条条带，而对应MMP-2有两条条带。MMP-9在分子量92000处的条带，相当于无活性的或前体MMP-9，因此在所研究的该生物样品中尚未激活。MMP-2的两条条带分别对应分子量72000处的无活性的或前体MMP-2以及分子量62000处的活化MMP-2。该生物样品经分析后，只有活性的MMP-2能够发挥酶的功能。然而，应当记住，如果激活后的MMP-2分子处于有TIMP或人工合成的MMP抑制剂的环境下，则酶的活性会受到抑制。因为酶和抑制剂之间的相互作用主要是非共价键形式，复合体在电泳过程中解离后，酶才表现出活性。

凝胶酶谱已成为确定MMPs存在的有效方法，不需要特异性抗体，但它仍有一些缺点。其一是这种识别是建立在多种孵育条件(中性p H值，金属离子)及分子大小的基础上。这并不是一个无懈可击的系统，需要用其他方法核实确认MMP的条带。另一个问题是，由于跑胶前必须将组织样品做均一化处理，一些局部信息会随之丢失。因此，原位酶谱技术的研发就是为了提供发挥酶活性的局部组织信息。其最简单的形式就是将底物覆盖到冰冻组织切片上，该底物作为一个可见的标记变化在原位显示出来。早期的底物包括感光乳剂，其中包含明胶。荧光基团标记的荧光底物最常使用，如明胶或胶原蛋白。染料淬火是常用的方法，该方法中的蛋白质分子相邻的荧光基团浓度很高，可干扰荧光释放。但可提供寻找信号的优势——荧光释放，可以确认蛋白水解发生的区域(图5-10)。这些原位技术的主要缺点是缺乏特异性，因此具体是何种蛋白酶的活动，存在不确定性。

图5-10 原位酶谱法

注: (A)染料淬火后的基质蛋白酶由高密度荧光标记，这种靠近的相互作用使得任何光都无法释放，从而达到光学沉默的效果。水解后，相互作用消失，光被释放则可被检测到。(B)人皮肤癌组织切片的原位蛋白酶活动示例。冰冻组织放在切片上，用DQ-胶原蛋白IV(分子探针/invitrogen)包被，孵育过夜。另一部分用相似的方法孵育，但是加入EDTA可抑制MMP活性。两部分均简单地用Syto-17红色核酸染料(分子探针/invitrogen)染色，然后在荧光显微镜下观察。绿色信号表示水解后的胶原蛋白IV，红色信号表示细胞。

最新一代MMPs的荧光底物可用于体外实时活体成像。这些“分子信标”(molecular beacons)中含有的肽段相当于于MMP的剪切位点，由于其类似于淬灭剂的分子结构，可结合荧光基团使其光学沉默［30］。肽的蛋白水解剪切后可使其从荧光基团上释放，从而检测到荧光信号(图5-11)。使用长波长的近红外荧光团在有合适仪器的条件下可进行组织内检测。

图5-11 利用蛋白水解信标进行活体成像

注: (A)蛋白水解信标主要由3部分组成:①不依赖于水解反应发出信号的内参荧光，用于证明该分子信标的存在;②只有在水解反应发生后才会发出信号的感受态荧光分子;③MMP剪切的最适肽段。(B)内参始终可以检测到，而感受态分子只有在MMP作用后才能被检测到。因此信号检测采用相对内参的比值来表示。(C)异种移植肿瘤模型中MMP-7蛋白水解信标示例。成像前4周，小鼠在左侧腹处注射SW480对照细胞，右侧腹部注射转染有MMP-7的SW-480细胞。成像前24小时，小鼠血液注射MMP-7蛋白水解信标。在白光下成像的小鼠，其荧光信号被覆盖。信号强度越强，则检测到的感受态荧光分子相对内参荧光的比值越高(图来源: RL Scherer，JO Mclntyre 及 LM Matrisian)。

上述方法不仅可检测是否有酶存在，还可检测酶是否有活性。假设MMP的功能与其处理特定底物的能力有关，比起MMP的表达量更重要的是知道在任何特定情况下它发挥多少实际作用。前体MMP可能不会被激活，激活后的MMP也可能被内源性抑制剂(如TIMP)所抑制，很多情况下都会造成酶的失活。

5.3.5 抑制MMP作为一种治疗方法

发现MMP可以增强肿瘤的侵袭和转移潜能，抑制MMP似乎是治疗肿瘤的目标。最初，内源性MMP抑制剂——TIMP——被提议作为一种治疗选择。然而，这些多肽生产和给药的可靠性在商业上不可行。由于MMP是作为胶原蛋白降解酶被纯化出来，因此根据胶原蛋白的裂解位点设计小分子物质，可能是生产专门针对MMP抑制剂的合理方法。金属螯合基团(如羟肟酸)，实际上提供了抑制酶活性的手段［31］。当初研发这些小分子肽的类似物抑制剂时， MMP的数量还很少，因此测试抑制剂是否能够抑制酶的活性还是相对简单的任务。第一代MMP抑制剂尚存在溶解性问题。但是，在不同类型癌症的临床前期动物模型中还是有令人印象深刻的结果报道［32］。

第一代MMP抑制剂即巴马司他(Batimastat)或BB-94，可将难溶性药物直接注入腹腔，被试用于伴有大量腹水需要定期抽排的转移性卵巢癌患者［33］。虽然这项试验的初步结果似乎比较乐观，但给药方法被认为是不合理的，由此开发出第二代水溶性MMP抑制剂。第二代和第三代MMP抑制剂不再根据肽类似物的原理，而是根据酶的三维结构的研究资料，设计出与MMP催化“口袋”相匹配的药物［31］，这被认为是更特异的靶向定位方法。然而，MMP家族的催化部位结构非常相似，采用这种方法设计的药物可能对某些家庭成员有较高的选择性。但如果浓度足够高，仍然会广泛抑制该家族成员。这些药物进行临床试验后，阻断MMP的效果并不完全乐观，患者表现出很大的不良反应［34］。

多个MMP抑制剂类药物最常见的不良反应是肌肉骨骼综合征，患者的肌肉和关节疼痛非常严重，只有让患者停用药物或减少MMP抑制剂的剂量才能缓解疼痛。尽管有多个生物技术和制药公司的大规模投资，以及大量癌症患者的参与，仍然没有MMP抑制剂成功通过Ⅲ期临床试验，与已批准的药物比较并没有达到更好的疗效或生活质量。可想而知，这些失败的研究成果导致MMP抑制剂在癌症和其他疾病中作为一种治疗方法的研究热情显著下降。当今的挑战是要了解这些药物失败的原因，以及探讨对MMP的抑制是否有更好的方法。

已经有许多针对MMP抑制剂失败原因的分析，其中有些问题尤为重要。在Doug Hanahan实验室的一项重要研究中，利用Rip-Tag肿瘤进展模型来描述抑制MMP可能有效的时间范围［35］。在该模型中，大鼠胰岛素启动子用来驱动胰腺胰岛细胞SV40表达T抗原癌基因，导致过度增生性肿瘤，继而按照一个明确的时间框架，逐渐发展成血管生成化肿瘤，乃至浸润性癌。在这项研究中，研究人员在肿瘤血管生成之前、肿瘤血管生成开始但恶性转化之前、肿瘤侵袭出现后的不同时间点用MMP抑制剂治疗Rip-Tag小鼠。他们发现，MMP抑制剂对早期阶段肿瘤有效，但对浸润性癌则没有效果。遗憾的是，临床试验中大多数患者都处于浸润性癌阶段。

MMP抑制剂的另一个主要问题是其广谱性，这意味着即使它们抑制的不是所有的MMP酶，也应当是其中的大部分，也牵涉ADAM和ADAM-TS蛋白酶。虽然骨骼肌副作用的原因尚不清楚，但它抑制某些MMP/ADAM/ADAM-TS应该是关节问题的直接原因。如果能设计出避免抑制这些特定酶的抑制剂是非常有益的。更值得注意的是，现在我们已经了解的MMP生物学及某些MMP具有抗肿瘤作用，抑制这些酶可能促进肿瘤的发展，这绝对不是我们所期望的结果。总之，以上这些因素都促使我们重新思考如何得到一种可在某个时间专门抑制某种酶的真正特异性MMP抑制剂。实现这种特异性的最好方法之一是使用抗体而不是小分子物质，现在有几家公司正在尝试这种做法。然而，是否能成功转化为癌症患者的临床治疗方法仍有待观察。

5.3.6 重要的未解之谜

虽然对MMP与肿瘤侵袭和转移关系的研究已近30年，并已确定其为药物靶点，但我们对这些酶的了解仍然很有限。体内底物识别对确定MMP与健康和疾病的关系是非常重要的。识别底物最有效的办法是，评估哪些蛋白质在酶激活的生理背景下被剪切［36］。这并不是一个简单的任务，因为要求在相同背景下比较酶发挥活性情况与酶被抑制或移除后所有蛋白质的差异。已发展多种凝胶和质谱方法，开始尝试此类比较，但都存在缺陷，比如敏感性以及是否确保可以检测到所有类型的蛋白质。目前主要研究工作是确认在不同疾病状态下体内的“蛋白质组”［37］。了解酶对应的底物，应有助于大大提高我们挑选正确的治疗性抑制靶点的能力。

目前有关MMP在肿瘤转移中到底扮演什么样的角色尚有许多不同观点。作为一个复杂的多功能酶，MMP-9就是一个典型的例子。David Lyden实验室的最新数据显示， MMP-9通过作用于基质分子纤连蛋白促进转移前壁龛的形成［38］。其他研究人员也认为MMP-9是转移进展的关键分子，尽管相关机制尚不清楚［39］。MMP-9活性似乎还对肿瘤转移细胞在继发部位的初始存活也有重要作用，该点至少在某些类型的肿瘤中已经得到证实［40］。同样，这种效应的机制尚不明确。最后，MMP-9可以促进转移瘤在继发部位的生长［41］。这似乎与MMP-9从基质释放血管生成因子VEGF的作用有关［27］。MMP-9在怎样的条件下会对肿瘤转移产生上述不同影响，为什么在不同类型的肿瘤中只表现出部分上述功能，以及上述步骤中哪一步可能是最有效的治疗靶点，这些问题仍然没有得到明确的解答。

如前所述，确定肿瘤侵袭相关的MMP也非常困难。虽然有可靠证据表明，MMP-14是肿瘤侵袭的限速酶，但也有迹象表明，在没有任何蛋白水解酶活性的情况下肿瘤细胞也可继续移动。Peter Friedl的实验室数据显示，在多种蛋白酶抑制剂混合存在的情况下，肿瘤细胞仍可以穿过基质蛋白［42］。研究者认为，肿瘤细胞获得了“阿米巴样运动”功能，类似于白细胞在无蛋白水解情况下的移动方式。这是否就是一个经常性事件仍不清楚，尚存在许多争议。

总之，MMP已被认为是典型的肿瘤侵袭调控因子，越来越多的证据表明，它们可通过许多方式参与到肿瘤生物学中。此外，许多MMP可能本身并不是肿瘤侵袭的关键因子，但可以通过控制转移的其他方面间接调控肿瘤侵袭。了解不同MMP的功能及其发挥作用所需的条件，仍然是大有潜力的研究领域。

(盛媛媛译，钦伦秀审校)

参考文献

［1］Woessner JF Jr，et al. Matrix Metalloproteinases and TIMPs.Oxford: Oxford University Press，2000.

［2］Gross J，et al. Collagenolytic activity in amphibian tissues: a tissueculture assay. Proc Natl Acad Sci USA，1962，48: 1014.

［3］Brinckerhoff CE，et al. Matrix metalloproteinases: a tail of a frogthat became a prince. Nat Rev Mol Cell Biol，2002，3: 207.

［4］Carmichael DF，et al. Primary structure and cDNA cloning ofhuman fibroblast collagenase inhibitor. Proc Natl Acad Sci USA，1986，83: 2407.

［5］Cruz-Munoz W， et al. The role of tissue inhibitors ofmetalloproteinases in tumorigenesis and metastasis. Crit Rev ClinLab Sci，2008，45: 291.

［6］Matrisian LM，et al. Epidermal growth factor and oncogenesinduce transcription of the same cellular mRNA in rat fibroblasts.EMBO J，1985，4: 1435.

［7］Goldberg GI，et al. Human fibroblast collagenase. Completeprimary structure and homology to an oncogene transformationinducedrat protein. J Biol Chem，1986，261: 6600.

［8］van Wart HE，et al. The cysteine switch: a principle of regulationof metalloproteinase activity with potential applicability to the entirematrix metalloproteinase gene family. Proc Natl Acad Sci USA，1990，87: 5578.

［9］Nagase H， et al. Structure and function of matrixmetalloproteinases and TIMPs. Cardiovasc Res，2006，69: 562.

［10］Pei D，et al. Furin-dependent intracellular activation of the humanstromelysin-3 zymogen. Nature，1995，375: 244.

［11］Rabbani SA，et al. The role of the plasminogen activation systemin angiogenesis and metastasis. Surg Oncol Clin North Am，2001，10: 393.

［12］Shapiro SD. Mighty mice: transgenic technology “knocks out”questions of matrix metalloproteinase function. Matrix Biol，1997，15: 527.

［13］Holmbeck K，et al. MT1-MMP-deficient mice develop dwarfism，osteopenia， arthritis， and connective tissue disease due toinadequate collagen turnover. Cell，1999，99: 81.

［14］Zhou Z，et al. Impaired endochondral ossification and angiogenesisin mice deficient in membr type matrix metalloproteinase I. ProcNatl Acad Sci USA，2000，97: 4052.

［15］Rudolph-Owen LA， et al. Coordinate expression of matrixmetalloproteinase family members in the uterus of normal，matrilysin-deficient， and stromelysm-1-deficient mice.Endocrinology，1997，138: 4902.

［16］Seals DF， et al. The ADAMs family of metalloproteases:multidomain proteins with multiple functions. Genes Dev，2003，17: 7.

［17］Hurskainen TL，et al. ADAM-TS5，ADAM-TS6，and ADAMTS7，novel members of a new family of zinc metalloproteases.General features and genomic distribution of the ADAM-TS family.J Biol Chem，1999，274: 25555.

［18］Liotta LA，et al. Metastatic potential correlates with enzymaticdegradation of basement membrane collagen. Nature，1980，284: 67.

［19］Khokha R，et al. Antisense RNA-induced reduction in murineTIMP levels confers oncogenicity on Swiss 3T3 cells. Science，1989，243: 947.

［20］Kim J，et al. Requirement for specific proteases in cancer cellintravasation as revealed by a novel semiquantitative PCR-basedassay. Cell，1998，94: 353.

［21］Koop S，et al. Overexpression of metalloproteinase inhibitor inB16F10 cells does not affect extravasation but reduces tumorgrowth. Cancer Res，1994，54: 4791.

［22］Sabeh F，et al. Tumor cell traffic through the extracellular matrixis controlled by the membrane-anchored collagenase MT1-MMP. JCell Biol，2004，167: 769.

［23］Egeblad M，et al. New functions for the matrix metalloproteinasesin cancer progression. Nature Rev Cancer，2002，2: 161.

［24］Yu Q，et al. Cell surface-localized matrix metalloproteinase-9proteolytically activates TGF-beta and promotes tumor invasion andangiogenesis. Genes Dev，2000，14: 163.

［25］Martin MD，et al. The other side of MMPs: protective roles intumor progression. Cancer Metastasis Rev，2007，26: 717.

［26］Cornelius LA， et al. Matrix metalloproteinases generateangiostatin: effects on neovascularization. J Immunol，1998，161: 6845.

［27］Bergers G，et al. Matrix metalloproteinase-9 triggers the angiogenicswitch during carcinogenesis. Nature Cell Biol，2000，2: 737.

［28］Lee S，et al. Processing of VEGF-A by matrix metalloproteinasesregulates bioavailability and vascular patterning in tumors. J CellBiol，2005，169: 681.

［29］Bix G，et al. Matrix revolutions: “tails”of basement-membranecomponents with angiostatic functions. Trends Cell Biol，2005，15: 52.

［30］Funovics M，et al. Protease sensors for bioimaging. Anal BioanalChem，2003，377: 956.

［31］Brown PD. Clinical studies with matrix metalloproteinaseinhibitors. APMIS，1999，107: 174.

［32］Coussens LM，et al. Matrix metalloproteinase inhibitors andcancer: trials and tribulations. Science，2002，295: 2387.

［33］Beattie GJ，et al. Phase I study of intraperitoneal metalloproteinaseinhibitor BB94 in patients with malignant ascites. Clin CancerRes，1998，4: 1899.

［34］Fingleton B. Matrix metalloproteinase inhibitors for cancertherapy: the current situation and future prospects. Expert OpinTher Targets，2003，7: 385.

［35］Bergers G，et al. Effects of angiogenesis inhibitors on multistagecarcinogenesis in mice. Science，1999，284: 808.

［36］Lopez-Otin C，et al. Protease degradomics: a new challenge forproteomics. Nat Rev Mol Cell Biol，2002，3: 509.

［37］Overall CM，et al. Protease degradomics: mass spectrometrydiscovery of protease substrates and the CLIP-CHIP，a dedicatedDNA microarray of all human proteases and inhibitors. Biol Chem，2004，385: 493.

［38］Kaplan RN，et al. VEGFR1-positive haematopoietic bone marrowprogenitors initiate the pre-metastatic niche. Nature，2005，438: 820.

［39］Hiratsuka S，et al. MMP-9 induction by vascular endothelialgrowth factor receptor 1 is involved in lung-specific metastasis.Cancer Cell，2002，2: 289.

［40］Acuff HB，et al. Matrix metal loproteinase-9 from bone marrowderivedcells contributes to survival but not growth of tumor cells inthe lung microenvironment. Cancer Res，2006，66: 259.

［41］Martin MD，et al. Effect of ablation or inhibition of stromal matrixmetalloproteinase-9 on lung metastasis in a breast cancer model isdependent on genetic background. Cancer Res，2008，68: 6251.

［42］Wolf K，et al. Compensation mechanism in tumor cell migration:mesenchymal-amoeboid transition after blocking of pericellularproteolysis. J Cell Biol，2003，160: 267.